PAR proteins and the cytoskeleton: a marriage of equals
 Current Opinion in Cell Biology Volume 18, Issue 1 , February 2006, Pages 86-94 | doi:10.1016/j.ceb.2005.12.007 | |
|
The PAR proteins are a group of widely conserved regulators of polarity, many of which are asymmetrically localized in polarized cells. Recent work shows that distinct modes of actomyosin- and microtubule-based transport contribute to the establishment of PAR asymmetries in different cell types. Cross-regulatory interactions among PAR proteins and with other conserved polarity complexes stabilize asymmetries once they form, and shape the evolution of PAR protein distributions in response to cytoskeletal transport or other polarizing inputs. The PAR proteins in turn modulate the actomyosin and microtubule cytoskeletons. In some cases, this is a form of feedback control, central to the establishment and maintenance of PAR asymmetries. In others, it underlies the elaboration of functional cell polarity.
Рис.1. Figure 1. Modes of PAR localization and transport in different cell types. (a) In C. elegans, actomyosin-based cortical flows transport Par-3/Par-6/aPKC away from the sperm MTOC, allowing Par-1 and Par-2 to associate with the posterior cortex. (b) In vertebrate oocytes, Par-3/Par-6/aPKC forms a cap over the meiotic spindle in an actomyosin-dependent fashion. (c) In hippocampal neurons, Par-3/Par-6/aPKC accumulates at the tip of the axon through an association with Kif-3a (Kinesin II) and APC. (d) In cultured mammalian epithelial cells, nascent cadherin-based junctional structures move in an actomyosin-dependent way towards the edges of cell contacts and towards the apical surface, where they recruit Par-3/Par-6/aPKC, either directly or through intermediates like Jam-1 or the nectins. (e) In Drosophila embryos during cellularization, Par-3 accumulates at the apicolateral boundary, in part through dynein-based transport towards the apically localized centrosomes, although other mechanisms may also be involved. In all these cases, cross-regulatory interactions (see Figure 2) will shape spatial distributions of Par-1, Par-2 and Lgl in response to active redistribution of Par-3/Par-6/aPKC. Рис.2. Figure 2. Cross-regulatory interactions and the stabilization of complementary cortical domains. (a) In Drosophila, mammalian cells, and probably C. elegans, cross-phosphorylation of Par-1 by aPKC and Par-3 by Par-1 enforces mutual exclusion of Par-1 and the Par-3/Par-6/aPKC at the cortex. Par-5 mediates these effects by binding phosphorylated forms of Par-1 and Par-3. In C. elegans, aPKC may also phosphorylate and exclude Par-2, and Par-2 inhibits the association of NMY-2 (non-muscle myosin II) with the cortex; thus one consequence of this network of interactions may be to perpetuate a contractile asymmetry. (b) In Drosophila and probably vertebrates, Par-6/aPKC phosphorylates and dissociates Lgl from the apical cortex, while unphosphorylated Lgl prevents cortical association of Par-6/aPKC. Unphosphorylated Lgl also inhibits the activity of Myosin II, which could perpetuate a contractile asymmetry along the apico-basal axis. LGL and Par-1 may also regulate polarity through their interactions with the secretory apparatus. Рис.3. Figure 3. Interactions between Par-3/Par-6/aPKC and the small Rho family GTPases. (a) Recruitment of Tiam1 or STEF/Tiam-2 to the Par could activate and/or localize its GEF activity towards Rac, which in turn may bind Par-6 to activate aPKC. In some contexts, the Par complex may sequester or otherwise inactivate Tiam-1's activity towards Rac. (b) Binding of Ect-2 to Par-6 could promote its GEF activity towards Cdc-42 or Rac (not shown) which could in turn feed back to activate aPKC or act on other downstream targets. (c) Binding of Smurf-1 to aPKC promotes the localized degradation of Rho. Рис.4. Figure 4. Some different mechanisms by which Par-3 or Par-6/aPKC could control microtubule-based force generation. (a) In epithelial cells, Par-3 may interact physically with dynein through a Par-3/Cadherin/?-catenin/dynein complex. (b) In cultured fibroblasts or astrocytes, Par-6/aPKC promotes the stable association of APC with microtubules by phosphorylating Gsk-3. Par-6/aPKC also recruits Dlg-1 to the cortex. Binding of APC to Dlg-1 could then anchor microtubule ends at the cortex where they could recruit Dynein/Dynactin. (c) In mammalian cells, Par-3 forms a complex with mInsc, a mouse ortholog of Drosophila Insc, the heterotrimeric G protein subunit G?, and the GoLoco protein LGN, a relative of Drosophila Pins and C. elegans GPR-1 and -2. This complex could link to a second NuMA/dynactin complex through LGN's ability to bind NuMA and G? simultaneously. Not shown here are possible dynein-independent mechanisms involving regulation of microtubule dynamics. |
Способность к поляризации изначальна, фундаментальна для всей клеточной жизни. PAR белки проявили себя как ключевые регуляторы клеточной полярности, которые действуют в удивительном разнообразии клеточных и организменных контекстов. Ранние исследования на тканях червей, мух и млекопитающих показали, что PAR белки локализуются асимметрично во время поляризации (Figure 1) и что их локальная функция необходима для создания поляризованных клеточных состояний. Это привлекло внимание к некоторым ключевым вопросам. Core PAR interactions and the formation and stabilization of complementary protein domains Суть PAR сети заключается в поддерживающих белках Par-3 и Par-6, серин треонин киназах Par-1, Par-4 и aPKC, 14-3-3 белке Par-5, и у C. elegans белок с кольцевым доменом Par-2. Par-3, Par-6 и aPKC формируют законсервированный трехсоставной комплекс, который локализуется асимметрично в поляризованных клетках, тогда как Par-1 (вместе с Par-2 у C. elegans) часто локализуется в комплементарных доменах. Молекулярная основа такой комплементарности сейчас начинает проясняться (Figure 2a). Исследования на клетках мцх и позвночных показали, что Par-1 фосфорилирует Par-3, блокируя его олигомеризацию и связывание с aPKC, и ингибирует кортикальную ассоциацию Par-3/Par-6/aPKC [1,2]. Сходным образом, aPKC может фосфорилировать Par-1 и ингибировать его кортикальную локализацию [3-5]. Par-5 облегчает эти взаимодействия путем связывания фосфорилированных форм как с Par-1, так и Par-3 [1,4,5]. Анализ мутантных фенотипов и консервация относящихся к делу сайтов фосфорилирования подтверждает сходную историю для C. elegans [1,3,6]. Par-4 необходим для нормальной Par асимметрии и если активирован, то может управлять поляризацией одиночных kidney intestinal эпителиальных клеток [7o]. Но как он это делает, остается неясным.
Недавние исследования показали, что второй набор взаимодействий, вовлекающий Par-6/aPKC и членов законсервированных апикальных и базолатеральных белковых комплексов, поддерживает комплементарность мембранных доменов эпителия как у позвоночных, так и беспозвоночных (Figure 2b) [8]. Par-6 и aPKC соединяются и регулируют членов апикальных комплексов Crb и Sdt [9-11]. У Drosophila, по крайней мере, эти взаимодействия могут отделять Par-6/aPKC прочь от Par-3, который остается тесно ассоциированным со слипчивыми соединениями [12o]. Par-6/aPKC соединяется также с членами базолатеральных комплексов и миозин-связывающим белком Lgl, не считая Par-3 [13]. Фосфорилирование Lgl с помощью aPKC способствует аутоингибирующей ассоциации его C и N концов. приводя к его инактивации и высвобождению от myosin II и др. кортикальных сайтов связывания [14]. Lgl в свою очередь предупреждает распространение Par-6 и aPKC в латеральную часть кортекса у эмбрионов мух [15] и лягушек [16]. Точный механизм ещё неизвестен, но нуждается в LGL's способности фосфорилироваться [15o]. LGL может регулировать Par полярности косвенно, путем регуляции локализации и/или активности myosin II ([17]; Figure 2). Напротив, LGL может регулировать полярность посредством взаимодействий с секреторным аппаратом [18]. Интересно, что дрожжевой ортолог Par-1 также, как недавно было показано, взаимодействует с секреторной кухней [19].
Возникло мнение, что эти стержневые взаимодействия обеспечивают формирование конкурентного взаимоисключения, которое благоприятствует образованию комплементарных белковых доменов. Главным образом, они , по-видимому, стабилизируют PAR асимметрию, первоначально устанавливаемую с др. механизмов. Actomyosin contractility, cortical flow and the establishment of PAR asymmetries Недавние работы подтвердили, что базирующийся на актомиозине транспорт Par-3/Par-6/PKC или их кортикальных партнеров по связыванию, играет ключевую роль в установлении полярности во многих типах клеток. У эмбрионов C. elegans передний (Par-3/Par-6/PKC-3) и задний (Par-1, Par-2) PAR домены формируются в кортексе в ответ на локальные сигналы от центросом спермиев или от ассоциированных трубочек (MTOC спермиев) [6]. Time-lapse наблюдения за GFP-нагруженными белками в живых эмбрионах показали, что передний домен устанавливается за счет кортикальных токов, усиливаемых за счет асимметричной контракции сети кортикального актомиозина, который транспортирует Par-3/Par-6/aPKC и др. кортикально локализованные факторы прочь от MTOC в направлении будущего переднего полюса [20,21]. Эти токи, по-видимому, инициируются с помощью временных локальных ослаблений в общем-то глобальной контрактильной актомиозиновой сети за счет MTOC спермия [20,22]. Удаление Par-3/Par-6/aPKC к переднему полюсу позволяет возрастать уровням Par-1 и Par-2 в комплементарном заднем домене, преимущественно за счет конкурентного исключающего механизма, рассмотренного выше [6,21].
Базирующиеся на актомиозине движения, по-видимому, сопровождаются установлением PAR асимметрии в др. контекстах. Напр., кортикальные токи myosin II и Par-6 сопровождают установление зависимой от клеточных контактов апикально-базальной PAR асимметрии в соматических бластомерах у ранних эмбрионов C. elegans [20]. У ооцитов мышей мейотическое веретено и/или ассоциированный хроматин позиционируют кортикальную 'шапочку', содержащую Par-3 и Par-6 в центре домена, который обогащен F-actin и myosin II [23,24]. Это зависит от интактных микрофиламент и от активности киназы легкой цепи миозина, подтверждая, что привлекается активный, базирующийся на актомиозине 'capping' механизм [23 and 25]. Во время поляризации эпителиальных клеток млекопитающих, cadherin-обусловленные межклеточные контакты запускают реорганизацию актомиозинового цитоскелета и перемещение образующихся базирующихся на cadherin точечных адгезий (rev. [26]), куда они рекрутируют Par-3/Par-6/aPKC, или непосредственно[12,27] или посредством связывания промежуточных факторов, таких как Jam-1 или nectins [26]. Т.о., базирующийся на актомиозине кортикальный транспорт, оперируя нижестоящими из разных поляризующих сигналов, может быть генеральным механизмом для установления PAR асимметрии. PAR proteins regulate actomyosin dynamics and their own redistribution Однако, белки PAR не являются просто пассивным грузом. У одноклеточных эмбрионов C. elegans, напр., Par-3/Par-6/aPKC способствуют токам и своему собственному транспорту, тогда как задний Par-2 ингибирует рекрутирование кортикального миозина с помощью неизвестного механизма. Низкие уровни миозина взади вносят вклад в контрактильную асимметрию во время инициальной фазы поляризации и последнее предупреждает токи, которые бы могли возворащать Par-3/Par-6/PKC-3 в задний домен [20]. Par-5 необходим для нормального кортикального тока в зиготе C. elegans [21], a его родственники (14-3-3 белки) взаимодействуют с разнообразными цитоскелетными мишенями [28-30]. У эмбрионов мух, Lgl может ингибировать кортикальное рекрутирование и/или активность myosin II, если не фосфорилируется с помощью aPKC [17]. Фосфорилирование Lgl с помощью апикально локализованной aPKC, т.о. подразумевает контрактильную асимметрию, которая д. управлять кортикальными токами в направлении апикальной поверхности и предупреждать распространение апикально локализованных детерминантов. Наконец, пока Par-3/Par-6/aPKC не является необходимым для инициальных движений, которые позиционируют места их рекрутирования в эпителии млекопитающих, они оказываются сопричастны к контролю последующей реорганизации апикального цитоскелета актомиозина, что сопровождается созреванием слипчивых соединений и сборкой плотных соединений. PAR proteins and the regulation of small GTPases Ранние исследования идентифицировали малые GTPases Cdc-42 и Rac в качестве активаторов Par-3/Par-6/aPKC комплекса, но теперь ясно, что взаимодействия осуществляются обоими способами (Figure 3). Напр., было показано, что Par-3 регулирует активность Rac путем связывания Rac GEFs Tiam-1 и Tiam-2 (aka STEF). В культивируемых клетках нейробластомы и нейронах гиппокампа связывание Par-3 с Tiam-2 способствует трансактивации Rac с помощью Cdc-42, lamellipodial активности, росту аксонов и поляризации нейронов [31]. В культивируемых эпителиальных клетках млекопитающих, Par-3 соединяется с Tiam-1, но описываемые последствия отличны для разных типов клеток. В клетках MDCK, истощение Par-3 с помощью siRNAi ингибирует реорганизацию актомиозинового цитоскелета и сборку плотных соединений [32]. Это сопровождается увеличением уровня активированного Rac и супрессируется с помощью одновременной экспрессии доминантно-негативного Rac или истощения Tiam-1, указывая тем самым, что Par-3 обычно ингибирует Tiam-1. В культивируемых кератиноцитах мышей, лишенных Tiam-1, реорганизация actomyosin и формирование плотных соединений существенно задерживаются и этот эффект преодолевается за счет экспрессии конституитивно активной формы Rac, указывая тем самым, что активность Tiam-1 и Rac необходимы для реорганизации актомиозина и образования плотных соединений в этих клетках [33]. Причины этих различий неясны [34,35]. потеря Par-3 в клетках MDCK может приводить к неправильной локализации активности Rac способом, который противодействует образованию плотных соединений [33]. Напротив, пространственно-временной профиль активности Tiam-1/Rac во время образования плотных соединений в эпителии млекопитающих может быть сложным с ранним привлечением активности Rac и с последующей потребностью в Par-3-зависимом ингибировании активности Rac.
Интересно, что экспрессия kinase-dead aPKC в дикого типа кератоцитах ингибируется, тогда как экспрессия aPKC в Tiam-1 нокаутных клетках восстанавливает реорганизацию актомиозина и образование плотных соединений [33]. Это указывает на то, что aPKC действует иерархически ниже Tiam-1 и Rac в этих клетках и что комплекс Par-3/Par-6/aPKC может регулировать локализацию и/или активность своего собственного активатора. Сходным образом, в клетках MDCK Par-6 соединяется с Rho-GEF Ect-2 и способствет её GEF активности в отношении Cdc-42, хотя значение этого взаимодействия ещё неясно, т.к. ни Cdc-42, ни Ect-2, по-видимому, не нужны для образования плотных соединений в клетках MDCK [36].
Par-6/aPKC может также регулировать Rho благодаря способности aPKC's связывать E3 ubiquitin ligase, называемую Smurf-1, которая способствует ubiquitination и деградации Rho [37]. В изолированных подвижных клетках, Par-6/aPKC рекрутирует Smurf-1 на ведущий край, где она способствует усилению протрузивной активности [37]. В эпителии млекопитающих этот путь действует иерархически ниже передачи сигналов TGF-β, чтобы катализировать разборку плотных соединений и способствовать эпителиально-мезенхимному переходу [38]. Всё это указывает на то, что рекрутирование регуляторов малых GTPase является ключевым механизмом, с помощью которого Par белки регулируют свою собственную активность и локализуют цитоскелетные регуляторы. Microtubule-based transport and the establishment of PAR asymmetries Роль базирующегося на микротрубочках транспорта в возникновении PAR асимметрии также начинает выявляться в некоторых типах клеток (Figure 1). В культивируемых нейронах гиппокампа Par-3/Par-6/aPKC накапливается на дистальном кончике растущего аксона посредством Par-3's формировать комплекс с APC и кинезином KIF-3a [39,40]. Сходное Kif-3a/PAR-3 взаимодействие может вносить вклад в генез ресничек в клетках MDCK [41]. В др. исследовании показано, что базирующийся на dynein транспорт вносит вклад в установление и поддержание апикальной локализации Par-3 и в эпителиальную полярность у Drosophila [12]. Напротив, в случае млекопитающих, Par-3 локализуется на апико-латеральной границе независимо от базирующейся на cadherin адгезии, но соединяется с cadherins и β-catenin и необходим для их своевременного рекрутирования [27,42]. Прямые наблюдения над живыми эмбрионами показали, что Par-3 может двигаться в направлении апикально локализованных центросом во время ранней поляризации dynein-зависимым способом [12]. Ранние исследования указали на взаимодействия между β-catenin и dynein в позиционировании веретена относительно слипчивых соединений (Figure 4a) [26]. Вообще-то эмбрионы мух используют то же самое взаимодействие, чтобы позиционировать Par-3 и соединения относительно массива микротрубочек. В мигрирующих эмбриональных нейронах мозжечка Par-6/aPKC ко-локализуется с центросомами вместе с dynein/dynactin, где они регулируют рекрутирование центросомных компонентов и сборку околоядерной клети из микротрубочек, участвующей в соординированных движениях ядра и MTOC [43]. Но прямая роль для базирующегося на dynein транспорта для локализации Par-6/aPKC ещё не установлена. PAR-3/Par-6/aPKC and the regulation of centrosome and spindle orientation and position Эти наблюдения особенно интригующие, т.к. PAR белки являются хорошо известными регуляторами организации микротрубочек и базирующегося на микротрубочках транспорта и генерации сил. Par-3, Par-6 и aPKC наиболее непосредственно участвуют в локализации взаимодействий, генерирующих силу, между микротрубочками и кортексом, колторые регулируют положение и ориентацию центросом и веретена (Figure 4), хотя описаны и др.способы регуляции микротрубочек, напр., в мигрирующих нейронах [43o] и развивающихся синапсах [44]. В поляризованных астроцитах aPKC фосфорилирует и инактивирует киназу GSK-3 на ведущем крае, чтобы обеспечить ассоциацию APC с плюс-концами микротрубочек [45]. Par-6/aPKC рекрутирует также Dlg-1 (часть базолатерального Dlg/Lgl/Scr комплекса у мух и позвоночных [8]) на ведущий край, где осуществляются непосредственное взаимодействие между Dlg-1 и APC и может закреплять концы микротрубочек и позволять им рекрутировать dynein/dynactin [46] (Figure 4b). Сходные взаимодействия могут происходить в культивируемых фибробластах, где Par-6/aPKC кооперирует с dynein/dynactin, чтобы поддерживать центросомы влелизи клеточного centroid, в то время как базирующиеся на актомиозине сокращения и кортикальный ток, регулируемые с помощью Cdc-42, управляют перемещениями назад к ядру, прочь от ведущего края, приводя к реориентации оси ядр/MTOC в направлении ведущего края [47].
Генетические и биофизические исследования у C. elegans и Drosophila показали. что Par-3/Par-6/aPKC локализует законсервированные регуляторы (напр., GPR-1 и 2 у червей, Pins у мух) не-канонических (рецептор-независимых) передач сигналов гетеротримерных GTPase, чтобы контролировать силы, которые позиционируют митотические веретена в асимметрично делящихся клетках [6,48]. Хотя мы недавно уяснили значительно больше о том, как работает цикл гетеротримерных GTPase (see e.g. [48]), связь между гетеротримерными GTPases, их регуляторами и генерацией сил остается невыясненной. Два исследования начали устанавливать эту связь для клеток млекопитающих. В митотических MDCK клетках GPR-1 и 2/Pins гомологи LGN функционируют как переключатели конформации, которые, если активны, соединяются с субъединицей Gβ гетеротримерного белка G и микротрубочки связывающим белком, наз. NuMA, сопричастность которого к сборке веретена была установлена ранее [49]. Будучи высвобожденным из ядра при митозе, NuMA соединяется и активирует LGN. Последующее связывание с Gβ рекрутирует NuMA в кортекс, где он регулирует генерирующие силу взаимодействия с астральными микротрубочками, возможно благодаря своей способности связывать dynein. Др. исследование на эмбрионах мышей идентифицировало пару комплексов - один содержит Par-3, LGN и mInsc (мышиный ортолог белка Inscuteable мух, который связывает Par-3 с Pins), др. содержит NuMA и dynactin - они кооперируют, чтобы способствовать асимметричным делениям и стратификации эпидермиса [50]. Эти комплексы могут локализоваться независимо от др. нижестоящих cadherin- и integrin-based адгезий, но обычно ко-локализуются, возможно посредством NuMA/LGN/Gβ взаимодействий (Figure 4c) [49].
Какое отношение эти результаты имеют к позиционированию веретена в клетках др. не-млекопитающих, неясно [48]. Ни мухи, ни черви не обладают гомологами NuMA, хотя и предполагается, что др. белки, напр., Lin-5 у червей или Insc у мух, могут выполнять сходные функции [49]. Также, относительное распределение белков PAR, гетеротримерных GTPases и их различных регуляторов, по-видимому, варьирует у разных организмов и в разных типах клеток, указывая тем самым, что разные субнаборы взаимодействий преобладают в разных контекстах. Par-1 and the regulation of microtubule organization and microtubule-based transport Гомологи Par-1 у млекопитающих были первоначально идентифицированы благодаря своей способности регулировать стабильность микротрубочек путем фосфорилирования и диссоциации microtubule-associated proteins (MAPs). Недавно, как было установлено, такие же взаимодействия регулируют базирующийся на микротрубочках транспорт за счет удаления MAPs, которые иначе мешают прикреплению и/или движению моторов вдоль микротрубочек [51]. В ооцитах Drosophila Par-1 является главным регулятором организации массивом микротрубочек, важных для поляризованного транспорта клеточной полярности и детерминант судеб [52]. Недавно Par-1 идентифицирован как ключевой организатор массивов микротрубочек, которые управляют поляризованным транспортом в эпителии позвоночных [53,54] и беспозвоночных [55]. Как Par-1 регулирует организацию микротрубочек в этом контексте, остается неясным, хотя скорее всего он вовлечен в контроль как распределения мест nucleation, так и стабильности микротрубочек. Подобно Lgl, Par-1 может также регулировать направленную миграцию белков благодаря своей способности взаимодействовать с компонентами клеточного секреторного аппарата. A final example: PAR proteins and the establishment and maintenance of neuronal polarity Во время поляризации культивируемых клеток гиппокампа, множественные нейриты соперничают за то, чтобы стать одиночным аксоном [35]. Волна недавних работ поместила Par-3/Par-6/aPKC внутри паутины биохимических и цитоскелетных взаимодействий обратной связи, которые обеспечивают эту конкуренцию за счет регуляции как подвижности ростовых конусов, так и базирующегося на микротрубочках роста аксонов. Par-3, Par-6 и aPKC становятся многочисленными на кончике выигравшего нейрита, благодаря APC и kinesin (Kif-3a)-зависимому транспорту [39,40]; при этом Par-3, Par-6 и aPKC оказываются сбалансированными, чтобы регулировать преимущественно lamellipodial активность и рост конуса путем активации Rac посредством Tiam-2 [31]. Выигравший нейрит экспрессирует также высокие уровни активной PI3-kinase (PI3K), ключевого регулятора уровней phosphoinositide, динамики цитоскелета и подвижности поляризованных клеток [56], и её активность необходима и достаточна для накопления PAR [57,58]. PI3K, по-видимому, действует посредством малых GTPases Rap-1 и Cdc-42 [59] и способствуя фосфорилированию/инактивации GSK-3 [57,58]. GSK-3 инактивация в свою очередь активирует MAPs, подобно APC, Tau и Crmp-2, чтобы способствовать улучшению стабильности микротрубочек и росту аксона [60].
Par-3/Par-6/aPKC возможно передаются по каналу обратной связи, чтобы регулировать свое собственное накопление и активность несколькими самостоятельными способами. Напр., Par-3/Par-6/aPKC может активировать PI3K в ростовом конусе, благодаря их способности активировать Rac, стоящий ниже Cdc-42 [31]. Par-3 также может регулировать выпуск активированной PI3K путем связывание и регуляции оппозитной фосфатазы, PTEN [61]. aPKC может способствовать транспорту комплекса Par-3/Par-6/aPKC, облегчая загрузку Kif-3a на микротрубочки [35]. Наконец, aPKC фосфорилирует и инактивирует Gsk-3 в др. контекстах, хотя современные фармакологические данные говорят против такого взаимодействия в нейронах гиппокампа [57]. Др. детали находятся вне области данного обзора (see e.g. [35]), но формируется мнение, что множественные петли обратной связи с участием этих игроков, актомиозина и цитоскелета из микротрубочек, управляют переключением между этими отличающимися состояниями активности и паттернами локализации ключевых игроков, которые способны отличать аксоны от не-аксонов. Настораживает, что у эмбрионов Drosophila, Par-3/Par-6/aPKC не обнаруживают асимметричной локализации и не нужны для поляризации развивающихся нейронов in vivo [62]. Summary and conclusions After more than a decade, the outlines of a molecular architecture for PAR-dependent cell polarization are beginning to emerge. At its heart lies a dense network of cross-regulatory and feedback interactions involving the PAR proteins, other polarity regulators and the cytoskeleton. Although much has been conserved, it is clear that different cell types use subsets and/or variants of this core network to respond to distinct polarizing cues and to elaborate cell-type-specific functional polarities. Molecular genetics, proteomics and biochemistry will continue to fill in the many important unknown details, but we can also begin to look beyond single players and pair-wise interactions to ask how mechanisms of cell polarization emerge from the whole system of interactions. To do so, we must learn to integrate thinking about regulatory biochemistry, cellular biophysics and cytoskeletal mechanics, and develop methods (e.g. computational modeling) to predict cellular-level behavior from molecular details. This is a worthy challenge for the next decade.
|