По своей потрясающей сложности и разнообразию дендриты являются одним из природных архитектурных шедевров. Более 100 лет тому назад, Ram?n y Cajal предположил важную роль дендритов (обозначаемых в то время как протоплазматическое отростки) в качестве специализированных морфологических структур, которые получают нервные импульсы (Ram?n y Cajal, 1995). Дальнейшие исследования с использованием разнообразных типов клеток нейронов (see Glossary, Box 1) существенно улучшилось наше понимание развития дендритов (Scott and Luo, 2001; Grueber and Jan, 2004). Разработка новых подходов к изучению морфогенеза дендритов (see Box 2) привела к мнению, что аксоны и дендриты работают сочетано, чтобы обеспечить связь нейронов. Ключевая концепция, которая появилась в результате таких функциональных исследований, заключается в том, что определенная форма дендритов интимно связана с собственно возбуждением нейрональных петель (circuits) и их функцией (H?usser et al., 2000; Parrish et al., 2007b; Branco et al., 2010; Branco and H?usser, 2011; Gidon and Segev, 2012; Lavzin et al., 2012).

Box 1. Glossary

Anterodorsal and lateral projection neurons (aPNs and lPNs). These neurons of the Drosophila antennal lobe are crucial for olfactory processing. They receive excitatory input from olfactory receptor neurons in glomeruli and transmit signals to the mushroom body and lateral horn.
Cerebellar granule neurons. The most numerous neurons of the brain, these offer an ideal system for biochemical, morphological and physiological studies. Granule neurons undergo typified stages of development, which can be studied in dissociated culture, slices and in vivo. These neurons form specialized structures for synaptic input known as dendritic claws, which receive inputs from mossy fiber terminals and Golgi neuron axons.
Cortical pyramidal neurons. These vary in morphology depending on the layer they occupy, but typically have a multipolar morphology with a single apical dendrite, multiple basal dendrites and a single axon. Like granule neurons, cortical neurons can be studied in dissociated culture, slices and in vivo.
Dendritic arborization (da) neurons. These are lateral periphery sensory neurons that cover the Drosophila body wall. They have a typified branching pattern depending on their subtype. Class I da neurons have the simplest arbors, whereas Class IV have the most complex dendritic arbors covering larger dendritic fields. Class-specific variation allows analysis of the factors driving simple and complex dendritic arbors.
External sensory (ES) neurons. These neurons originate from a single precursor cell after a series of asymmetrical divisions, ultimately forming the Drosophila external sensory organ. ES neurons have been used to analyze the Drosophila peripheral nervous system, and deficits in ES neurons can be studied in behavioral assays. γ neurons. These neurons are found in Drosophila mushroom bodies (structures involved in olfactory memory). During the first day of pupal life, γ neuron dendrites undergo extensive degeneration with loss of dendrites branching into the larval vertical and medial lobes. Dendrites then regrow as adult projection patterns are established. Hippocampal pyramidal neurons. These neurons have numerous synaptic inputs and specialized protrusions known as dendritic spines along their dendrite shafts. They have been used for electrophysiology and morphology studies, although analyses typically require methods such as Scholl analysis because of the density of dendrites.
Multidendritic (md) sensory neurons. Also known as type II neurons of the peripheral nervous system, these are divided into three subtypes: tracheal dendrite (md-td), bipolar dendrite (md-bd) and dendritic arborization (da). They are located along the body wall, where they serve as touch receptors and proprioceptors. Optic tectal neurons. Xenopus optic tectal neurons receive and integrate visual as well as auditory, somatosensory and vestibular inputs. In addition to electrophysiological analyses, these neurons can easily be labeled and visualized in vivo allowing time-lapse studies of dendrite morphogenesis.
Retinal ganglion cells (RGCs). These neurons are located in the ganglion cell layer of the retina, which receives inputs from bipolar and amacrine cells. The primary output of these cells is to higher order centers in the brain, such as the thalamus and hypothalamus, as well as midbrain structures.
Vertical system neurons. These are present in the lobula plate of the Drosophilaoptic lobe, where they are responsible for motion detection and stabilization reflexes during flight. They have a complex and highly elaborate set of dendrites and an axon that travels medially towards the esophagus.

Box 2. Techniques and culture systems for studying dendrite morphogenesis Single-cell labeling in combination with genetic manipulation in several culture systems and organisms has been used to assess gene function in neurons. In particular, methods including biolistic transfection (Karlsgodt et al., 2008), DiI labeling (Arnold et al., 1994; Lo et al., 1994) and viral transfection (Gan et al., 2000) have facilitated studies of dendrite development. In addition, expression of genes/markers from specific promoters has been used to visualize subpopulations of neurons (Nedivi et al., 1998). Genetic mosaic methods have been used to label and genetically manipulate individual neurons (Gao et al., 1999; Holtmaat et al., 2009).

Многие исследования был проведены на Drosophila благодаря хорошо охарактеризованной природе популяций специфических нейронов, способности проводить forward генетический скрининг и легкому изучению уникальных аспектов морфогенеза дендритов. C. elegans также предлагает элегантную систему для генетического исследования белков, участвующих в морфогенезе дендритов и некоторые основные открытия в этой области получены на нематодах. Однако характеристика морфогенеза дендритов в специфических популяциях нейронов у нематод отставлена. Подавляющее большинство исследований в системах млекопитающих было проведено на грызунах, включая мышей и крыс, использовали в основном гранулярные нейроны кортекса, гипокампа и мозжечка. Все три популяции могут быть исследованы в диссоциированных культурах или используя ex vivo подход в культурах срезов, а также используя электропортацию in vivo, вирусную трансдукцию или генетические нокауты. Более того, поведенческие подходы в системах млекопитающих обнаруживают преимущества при изучении сложных поведенческих реакций и патологий, наблюдаемых у человека. Однако по сравнению с дрозофилой и C. elegans, характеристика регуляторов морфогенеза дендритов у млекопитающих и их эффектов на поведение и нейрональные связи технически более затруднительна и требует большего времени. Т.о., комбинация систем Drosophila, C. elegans и млекопитающих открывает комплементарный подход к изучению морфогенеза дендритов.

Перед появлением дендритов нейроны подвергаются аксон-дендритной поляризации, причем специфицируются морфологически и функционально отличающиеся аксональные и дендритные компартменты (see Box 3). В большинстве нейронов, включая нейроны ретинальных ганглиев, пирамидальные нейроны переднего мозга и гранулярные нейроны мозжечка, генерации аксонов предшествует развитие и формирование дендритов (Ram?n y Cajal, 1995). Хотя индивидуальные типы нейрональных клеток имеют специфические программы развития дендритов, критические ступени морфогенеза дендритов получили широкое определение (Fig. 1).

Box 3. Structurally and functionally defining axons and dendrites

Neuronal polarization follows a strictly orchestrated and tightly controlled sequence of events (Lee and Luo, 1999; Barnes and Polleux, 2009), with distinct axonal and dendritic compartments defined by much more than their functional differences as the output and input processes, respectively, of the neuron. Structurally, dendrites are supported by an intricate scaffold of microtubules and filamentous actin (F-actin). Microtubules fill the interior of dendrites providing structural integrity, while F-actin is distributed along the cortex (Tahirovic and Bradke, 2009; C?ceres et al., 2012). In mammalian neurons, the structural protein Tau-1 (also known as Mapt) is typically localized in axons, whereas dendrites can be identified based on enrichment of microtubule-associated protein 2 (Map2) (Peters et al., 1991). Furthermore, in contrast to axons, which have unidirectional plus-end-distal microtubules, dendrites have both plus- and minus-end-distal populations (Baas et al., 1991; Baas and Lin, 2011). Thus, structural as well as functional differences define the distinct axonal and dendritic compartments in neurons.

Fig. 1.

Сначала дендриты устремляются прочь от тела к своей области мишени, используя сигналы наведения, направляющие их к или далеко отступя от их мишеней. В это время дендриты растут и достигают длины, диаметра и скорости роста и молекулярных характеристик, отличающих их от таковых аксонов (Craig and Banker, 1994). Затем, как только дендриты вырастают достаточно далеко от тела, наступает ветвление, необходимое для покрытия поля мишени. Дендриты могут ветвиться много раз с пространным вторичным и третичным ветвлением. Ветвление дендритов происходит первоначально благодаря интерстициальному ветвлению, при этом веточки возникают со стороны существующего ствола дендрита; веточки первоначально появляются в виде филоподий, затем превращаются в структуры, подобные ростовому конусу и удлиняются, становятся стабильными веточками (Dailey and Smith, 1996). В-третьих, рост дендритов ограничивается как только ветвление дендритов достигает определенных границ, давая зрелую форму дендритного древа (W?ssle et al., 1981; Gao et al., 1999). Напр., retinal ganglion cells (RGCs, see Glossary, Box 1) останавливают рост после контакта с соседними RGCs того же самого типа (W?ssle et al., 1981), позволяя каждой функциональной группе RGCs покрывать не перекрываясь всю сетчатку. Такое дендритное покрытие происходит в разных популяциях нейронов (Perry and Linden, 1982; Kramer and Kuwada, 1983; Amthor and Oyster, 1995;Grueber et al., 2002; Sagasti et al., 2005; Millard and Zipursky, 2008; Huckfeldt et al., 2009) и вызывается отталкивающими взаимодействиями между дендритами того же самого типа нейронов. В некоторых системах поля дендритов могут быть пространственно ограничены двумерной плоскостью, облегчая тем самым эти отталкивающие контакты (Han et al., 2012). Само-избегание гарантирует, что дендриные веточки одного и того же нейрона распределятся равномерно внутри территории (Corty et al., 2009). В др. нейронах, таких как двигателные нейроны Drosophila, дендриты имеют доменовую организацию, которая базируется на молекулярных границах, определяемых во время сегментации эмбриона (Landgraf et al., 2003). Итак, эти механизмы покрытия дендритами и само-избегания являются важными для ограничения роста дендритов и формирования неперекрываемого покрытия определенных территорий. В-четвертых, дендриты дифференцируются и образуют специализированные структуры, которые предоставляют жилище синапсам. В пирамидальных нейронах гиппокампа (see Glossary, Box 1), дендриты генерируют небольшие специализированные выпячивания, обозначаемые как дендритные шипы (spines) (Peters et al., 1991), тогда как у гранулярных нейронов мозжечка (see Glossary, Box 1) дендриты образуют бокало-подобные структуры, обозначаемые как дендритные коготки (claws) на их концах (Palay and Chan-Palay, 1974). Эти ступени в формировании паттерна дендритов необходимы для аккуратного образования нейрональных связей (circuitry). Наконец, обрезка дендритов является важной ступенью в становлении зрелого дендритного древа. У Drosophila, дендриты могут подвергаться существенному ремоделированию во время метаморфоза от личинки ко взрослой особи. Эти изменения происходят посредством запрограммированной дегенерации дендритного древа, при этом молекулярные пути, управляют фрагментацией дендритов и очисткой с помощью фагоцитоза (Williams and Truman, 2005). Тело затем подвергается процессу, с помощью которого отрастает новое дендритное древо. Напротив, обрезка нейронов млекопитающих обозначается как модификация древа посредством втягивания и элиминации веточек дендритов. Напр., в мозжечке грызунов, после стадии обильных дерев, дендриты подрезаются, чтобы достичь ими зрелой формы и затем подвергнуться постсинаптической дифференцировке (Ram?n y Cajal, 1995; Okazawa et al., 2009). Процесс подрезки может тем самым гарантировать, что только дендриты, которые соответственно иннервируются, подвергаются созреванию (Wingate and Thompson, 1994; Wong et al., 2000; Ramos et al., 2007).

Молекулярные механизмы регуляции морфогенеза дендритов может быть грубо подразделен на клеточные внешние и клеточно внутренние механизмы. Хемоаттрактивные и хемоотталкивающие сигналы, такие как ephrins, semaphorins и neurotrophins, являются важными примерами клеточных внешних регуляторов морфогенеза дендритов (Whitford et al., 2002; Jan and Jan, 2003; Miller and Kaplan, 2003; Kim and Chiba, 2004). Клеточно-внутренний контроль означает механизмы, которые не строго зависят от внешних сигналов, хотя внешние сигналы могут влиять на их активность (Goldberg, 2004; Kim and Bonni, 2007; Stegm?ller and Bonni, 2010; Yang et al., 2010; de la Torre-Ubieta and Bonni, 2011; Puram and Bonni, 2011; Yamada et al., 2013). Внешние по отношению к клеткам, регуляторы морфогенеза дендритов включают рецепторы клеточной поверхности и др. связанные с мембраной белки (см. rev. Scott and Luo, 2001; Whitford et al., 2002;Grueber and Jan, 2004; Konur and Ghosh, 2005; Corty et al., 2009) и не будут здесь обсуждаться. Скорее мы сконцентрируемся на основных клеточных внутренних механизмах, а именно на регуляторах, оперирующих внутри клетки ниже или независимо от рецепторов клеточной поверхности и др. нейронов, и их роли в морфогенезе дендритов у беспозвоночных и млекопитающих.

The importance of cell-intrinsic control of dendrite patterning

Во время развития разные типы нейрональных клеток сталкиваются со сходными внешнесредовыми факторами. Однако внутренние пути внутри каждого нейрона контролируют интерпретацию клетками этих внешних сигналов, тем самым позволяя нейронам генерировать отличающиеся паттерны развития дендритов. Напр., отличающиеся кортикальные пирамидальные нейроны (see Glossary, Box 1) реагируют по-разному на один и тот же neurotrophin: обработка кортикальных срезов neurotrophin 4 (NT-4 или Ntf4) вызывает ветвление дендритов и сложность в слое V пирамидальных нейронов, но оказывает незначительный или не оказывает эффекта на нейроны слоя IV (McAllister et al., 1995), тогда как brain-derived neurotrophic factor (BDNF) строго стимулирует рост дендритов нейронов слоя IV и оказывает умеренные эффекты на нейроны слоя V. Отличающиеся паттерны экспрессии рецепторов нейротрофинов могут т.о., объяснить уникальную реакцию каждого кортикального слоя на разные нейротрофины, подчеркивая, что внутренние клеточные механизмы определяют реакцию нейронов на определенные внешние сигналы среды.

Помимо контроля специфичности формирования паттерна дендритов, внутриклеточные механизмы также скоординированы со временем морфогенеза дендритов. У новорожденных RGCs быстро теряют способность выпячивать аксоны в начале развития дендритов (Goldberg et al., 2002;Goldberg, 2004). Более того, RGCs животных, начиная с постнатального дня (P) 8, простирают значительно больше дендритов, чем RGCs, культивируемые от животных с эмбрионального дня развития (E) 20 при идентичных культуральных условиях, указывая тем самым, что точно во времени развертываемая внутриклеточная программа позволяет нейронам быстро формировать и тщательно разрабатывать дендриты.

Transcriptional control of dendritic patterning

Регуляторы транскрипции вносят вклад в спецификацию дендритных древ нейронов. В некоторых случаях характерная морфология дендритов может быть приписана варьирующим уровням единственного регулятора транскрипции, тогда как в др. случаях множественным регуляторам транскрипции, оперирующие синергично, определяя дендритное древо (summarized in Table 1).

Table 1. Transcriptional regulators of dendrite morphogenesis

Insights from flies: individual and combinatorial actions of transcription factors regulate dendrite patterning

Исследования периферической нервной системы Drosophila показали, что транскрипционные факторы могут индуцировать драматические изменения в формировании паттерна дендритов. Напр., Jan с коллегами идентифицировали zinc-finger (ZnF)-содержаший транскрипционный фактор Hamlet в качестве ключевого регулятора ветвления дендритов (Moore et al., 2002). У мутантов hamlet с потерей функции одиночное неразветвленное дендритное древо из external sensory (ES) нейронов (see Glossary, Box 1) имитирует сильно разветвленное древо, которое характерно для multidendritic (md) сенсорных нейронов (see Glossary, Box 1). Экспрессия Hamlet в предшественниках md нейронов имеет противоположный эффект, давая морфологии дендритов, сходные с теми, что характерны для ES нейронов. Итак, эти находки подчеркивают, что одиночный транскрипционный фактор может управлять дифференцировкой специфичных типов клеток и ветвлением дендритов.

Forward генетический скрининг у Drosophila класса I dendritic arborization (da) нейронов (see Glossary, Box 1) идентифицировал более 70 транскрипционных факторов, которые могут контролировать рост дендритов (Parrish et al., 2006). Среди них ген, кодирующий BTB-ZnF белок Abrupt, уникально экспрессируется в классе I da нейронов. Эктопическая экспрессия Abrupt в др. классах da нейронов уменьшает их сложность и размер, указывая тем самым, что Abrupt ограничивает рост дендритов и выработку их в классе I da нейронов (Li et al., 2004; Sugimura et al., 2004). Напротив, содержащий гомеодомен, транскрипционный фактор Cut экспрессируется на разных уровнях в классах I, II, III и IV da нейронов; четыре класса обнаруживают необнаружимый, низкий, средние и высокий уровни экспрессии Cut, соотв. (Blochlinger et al., 1990; Grueber et al., 2003). Поразительно, мутации cut с потерей функции в нейронах, которые обычно экспрессируют cut, вызывают упрощение дендритов, тогда как избыточная экспрессия cut в классе I нейронов переключает продукцию древа в направлении паттерна дендритов класса III нейронов (Grueber et al., 2003). Cut, по-видимому, индуцирует богатые актином похожие на филоподии выпячивания, которые могут влиять на динамику ветвления и позволяют нейронам формировать более сложные дендритные дерева. Подобно Cut, транскрипционный фактор bHLH-PAS Spineless экспрессируется во всех 4-х классах da нейронов. Spineless, по-видимому, делает возможной диверсификацию дендритов, вообще-то наделяя da нейроны спообностью отвечать на др. транскрипционные факторы и сигнальные молекулы. Мутантные spineless мухи имеют более сложный класс I и II da нейронов, тогда как класса III и IV da нейроны формируют более простые дендритные дерева (Kim et al., 2006).

Транскрипционные факторы участвуют также в формировании паттерна дендритов в обонятельной системе Drosophila, в которой самостоятельные клеточные клоны, не перекрываясь, направляют свои дендриты к специфическим гломерулам. Напр., помимо спецификации ветвления da нейронов, Cut также участвует в доставке дендритов в обонятельной системе Drosophila (Komiyama and Luo, 2007). POU гомеодоменовые транскрипционные факторы ACJ6 и Drifter (также известные как Ventral veins lacking) также, по-видимому, определяют специфичность целенаправленной доставки дендритов передне-дорсальными и латеральными проекционными нейронами (aPNs и lPNs, соотв., see Glossary,Box 1). Эктопическая экспрессия Drifter в aPNs, которые обычно экспрессируют ACJ6, или эктопическая экспрессия ACJ6 в lPNs, которые обычно экспрессируют Drifter, заставляют дендриты находить неправильные гломерулы, указывая тем самым, что эти транскрипционные факторы специфицируют доставку дендритов в этих нейронах (Komiyama et al., 2003). Сравнительно недавние исследования выявили роль BTB-ZnF транскрипционного фактора Lola, ремоделирующего хроматин, фактора Bap55, оперирующего посредством комплекса TIP60, и гистоновой деацетилазы Rpd3, действующей посредством транскрипционного фактора Prospero, в возбуждении и целенаправленной доставке обонятельных проекционных нейронов Drosophila (Komiyama and Luo, 2007; Spletter et al., 2007; Tea et al., 2010; Tea and Luo, 2011).

Транскрипционные факторы могут также действовать комбинированным способом, чтобы специфицировать формирование паттерна дендритов (Corty et al., 2009). Транскрипционный фактор Knot (также известный как Collier) экспрессируется в классе IV da нейронов Drosophila, где он супрессирует индуцируемые Cut подобные филоподиям выросты (Hattori et al., 2007; Jinushi-Nakao et al., 2007; Crozatier and Vincent, 2008). Комбинированная экспрессия Cut и Knot важна для формирования корректного паттерна класса IV da нейронов. Напротив, Cut, но не Knot, экспрессируется в классе III нейронах, которые обладают уникальными, богатыми актином, терминальными мелкими веточками, известными как колючие (spiky) выпячивания. Эти терминальные мелкие веточки могут быть специфически маркированы с помощью Fascin (также известного как Singed), который также нуждается в нижестоящем Cut, чтобы эти колючие выросты сформировались правильно (Nagel et al., 2012). Т.о., паттерн экспрессии Cut и Knot диктует специфичную для типа нейронов морфологию дендритов. Итак, эти исследования на Drosophila обосновали, что индивидуальные транскрипционные факторы, действуя или в отдельности или в комбинации с др. транскрипционными факторами, могут управлять специфическими аспектами формирования паттерна дендритов и ветвления зависимым от типа клеток образом.

Transcriptional control of dendrite morphogenesis in the mammalian brain

Некоторые из транскрипционных регуляторов морфогенеза дендритов у Drosophila, по-видимому, обладают законсервированными функциями и в нейронах млекопитающих. Ортологи Cut, наз. Cut-like 1 и 2 (Cux1 and Cux2) млекопитающих были охарактеризованы, и оказалось, что обладают консервативными функциями в морфогенезе дендритов. В кортикальных пирамидальных нейронах млекопитающих Cux1, но не Cux2, по-видимому, снижает сложность дендритов путем супрессии экспрессии p27Kip1 (также известного как Cdkn1b) и регуляции RhoA (Li et al., 2010b). Др. исследования подтвердили, что Cux1 и Cux2 оперируют внутриклеточным способом, чтобы стимулировать рост и ветвление дендритов в верхнем слое кортикальных нейронов (Cubelos et al., 2010). Помимо Cux1 и Cux2, и др. гомологи Drosophila были идентифицированы у млекопитающих. Однако, многие из них , такие как Spineless гомолог aryl-hydrocarbon (dioxin) receptor (AHR), имеют неопределенную роль в морфогенезе дендритов у млекопитающих (Hahn, 2002).

Некоторые транскрипционные факторы участвуют в морфогенезе дендритов головного мозга млекопитающих (Gaudilli?re et al., 2004; Hand et al., 2005; Shalizi et al., 2006; Ramos et al., 2007; Shalizi et al., 2007; de la Torre-Ubieta et al., 2010). Основополагающим принципом этих исследований является то, что разные транскрипционные факторы могут быть использованы на разных фазах развития дендритов. Напр., de la Torre-Ubieta et al. выявили критическую роль для характерного для головного мозга FOXO транскрипционного фактора Foxo6 в становлении полярности нейронов (de la Torre-Ubieta et al., 2010; Christensen et al., 2011). Как в первичных мозжечковых гранулярных нейронах, так и нейронах гиппокампа, а также в коре мозжечка in vivo, нокдаун FOXO белков приводил к неполяризованной морфологии нейронов. Foxo6 непосредственно стимулирует экспрессию Pak1, который затем действует локально, чтобы способствовать поляризации нейронов (Bokoch, 2003; Jacobs et al., 2007; Causeret et al., 2009). На более поздних стадиях морфогенеза нейронов Foxo6 ингибирует рост дифференцированных дендритов, внося тем самым вклад в характерную морфологию нейронов с длинными аксонами и короткими дендритами. В др. исследовании bHLH транскрипционный фактор neurogenin 2 (Ngn2) оказался вовлеченным в спецификацию однополярной морфологии апикальных дендритов в кортикальных пирамидальных нейронах (Hand et al., 2005). Экспрессия дикого типа Ngn2, но не мутанта Y241F phosphorylation, вызывает образование мультиполярной морфологии дендритов, при этом апикальные дендриты отсутствуют, подтверждая, что фосфорилирование Tyr241 необходимо для Ngn2, чтобы регулировать дендриты. Эти находки устанавливают транскрипционные механизмы, контролирующие спецификацию дендритов и лицензирование дальнейших ступеней развития дендритов.

bHLH транскрипционный фактор NeuroD также стимулирует рост и ветвление дендритов (Gaudilli?re et al., 2004). Нокдаун NeuroD в первичных гранулярных мозжечковых нейронах и в органотипических срезах мозжечка драматически снижает рост и ветвление дендритов, но не ингибирует роста аксонов. Функция NeuroD в росте дендритов сохраняется и у взрослых, как это было показано для гранулярных нейронов, зарождающихся у взрослых в гиппокампе у NeuroD (Neurod1) нокаутных мышей (Gao et al., 2009). Гранулярные нейроны от нулевых по NeuroD нулевых мышей имеют существенно более короткие дендриты, чем нейроны от животных дикого типа. Итак, эти находки устанавливают важную роль NeuroD в морфогенезе дендритов.

Transcriptional mediators of activity-dependent dendrite morphogenesis

Интересно, что активность NeuroD, по-видимому, регулируется передачей сигналов кальция и активностью нейрона (Fig. 2). Активностью регулируемая протеин киназа CaMKIIα стимулирует фосфорилирование NeuroD по Ser336, запуская тем самым зависимую от NeuroD транскрипцию и рост дендритов (Gaudilli?re et al., 2004). Соответственно, нарушение NeuroD в основном устраняет эффекты CaMKIIα на развитие дендритов. Т.о., NeuroD действует иерархически ниже нейрональной активности, чтобы регулировать формирование дендритов. Однако, транскрипционные мишени для NeuroD, которые опосредуют эти эффекты на морфогенез дендритов, остаются неизвестны. Fig. 2.

Подобно NeuroD, транскрипционный фактор cAMP responsive element binding protein (CREB) обеспечивает зависимый от активности морфогенез дендритов в нейронах головного мозга млекопитающих (Fig. 2) (Dijkhuizen and Ghosh, 2005). Кроме того, протеин киназа CaMKIV, малый GTP-связывающий белок Rap1, по-видимому, вносят вклад в зависимую от кальция активацию передачи сигналов CREB, подтверждая, что множественные пути могут связывать приток кальция с CREB-зависимой транскрипцией и ростом дендритов (Chen et al., 2005). Экспрессия доминантно негативного CREB супрессирует рост дендритов, вызываемый voltage-gated кальциевыми каналами и CaMKIV (Redmond et al., 2002), подтверждая, что CREB-зависимая транскрипция необходима для зависимого от активности роста дендритов и что CREB действует как узел в передаче зависимых от активности сигналов. Хотя специфические мишени для CREB, которые контролируют рост дендритов, остаются не охарактеризованными полностью, BDNF был идентифицирован в качестве одной из мишеней, которая способствует росту дендритов в нейронах коры и мозжечка (McAllister et al., 1995; McAllister et al., 1996;Schwartz et al., 1997; Horch et al., 1999; Mertz et al., 2000).

SYT-родственный ядерный белок calcium-responsive transactivator (CREST, также известный как Ss18l1) также обеспечивает индуцируемый кальцием рост дендритов (Fig. 2). Используя подход ловушки трансактиватора, Ghosh с коллегами идентифицировали CREST в качестве ключевого нижестоящего эффектора притока кальция (Aizawa et al., 2004). Crest нокаутные мыши обнаруживают нарушения роста дендритов в коре и гиппокампе, а кортикальные нейроны, культивируемые от таких мышей, неспособны детально разрабатывать дендриты в ответ на активность нейронов. CREST действует как регулятор транскрипции, а исследования Crabtree с коллегами показали, что CREST соединяется с субъединицами специфичного для нейронов хроматин ремоделирующего ассоциированного с Brg/Brm комплекса факторов (nBAF), чтобы управлять зависимым от активности ростом дендритов (Wu et al., 2007). CREST и nBAF взаимодействуют в нейронах, где в комбинации с ключевой субъединицей nBAF53b (также известной как Actl6b), они контролируют экспрессию генов, участвующих в морфогенезе нейронов. Используя нокаутных Baf53b мышей, были идентифицированы Gap43, Stmn2, Rap1a, Gprin1 и Ephexin1 (также известный как Ngef) в качестве мишеней для этого комплекса. Экспрессия Ephexin1 коррелирует с дефектами дендритов в Baf53b нокаутных нейронах и устраняет их нарушения в зависимом от активности росте дендритов (Wu et al., 2007), это согласуется с ролью Ephexin1 в балансе передачи сигналов Rho и Rac/Cdc42 (Shamah et al., 2001; Sahin et al., 2005). Некоторые гомологи nBAF были идентифицированы у Drosophila в качестве важных регуляторов развития дендритов (Parrish et al., 2006), подтверждая, что этот сигнальный путь может быть законсервирован.

Когда дендриты оказываются подрезанными, они начинают формировать постсинаптические структуры, специализированные к контактам с аксонами. В мозжечке, напр., гранулярные нейроны образуют бокалоподбные структуры, наз. дендритными коготками (H?mori and Somogyi, 1983). Одтин транскрипционный фактор участвует в дифференцировке дендритов, это myocyte enhancer factor 2A (MEF2A). Анализ нокдауна показал, что MEF2A необходим для морфогенеза дендритных коготков в кортексе мозжечка in vivo (Shalizi et al., 2006). Активность нейрона стимулирует calcineurin, который вызывает дефосфорилирование MEF2A по Ser408 и способствует переключению с сумоилирования на ацетилирование по Lys403, активируя тем самым MEF2A и ингибируя дифференцировку дендритных коготков. SUMO E3 лигаза PIASx (также известная как Pias2) вызывает сумоилирование MEF2 и, следовательно, стимулирует дифференцировку дендритных коготков в кортексе мозжечка in vivo (Shalizi et al., 2007). Биохимическое и nuclear magnetic resonance (NMR) структурное исследование подтвердило, что фосфорилирование Ser408 стимулирует способность SUMO E2 энзима Ubc9 (также известного как Ube2i) запускать SUMO conjugation по Lys403 (Mohideen et al., 2009). Эти находки устанавливают переключение регулируемого кальцием сумоилирования MEF2, которое транскрипционно контролирует дифференцировку дендритов. Хотя некоторые транскрипционные факторы возникают в качестве ключевых регуляторов формирования паттерна дендритов у беспозвоночных и млекопитающих, важно понять, как эти различающиеся пути в конечном итоге интегрируются, чтобы сформировать зрелое древо дендритов.

Role of other transcriptional regulators

В гранулярных нейронах коры мозжечка транскрипционный регулятор SnoN (также известный как Skil) контролирует ветвление нейронов, включая ветвление дендритов, способом, зависимым от изоформ (Huynh et al., 2011).У Drosophila, polycomb белки, которые широко вовлекаются в замалчивание транскрипции, участвуют в поддержании дендритов сенсорных нейронов у Drosophila (Parrish et al., 2007a).

Транскрипционные факторы могут также репрессировать ветвление дендритов. ZnF транскрипционный фактор Sp4, напр., участвует в формировании паттерна дендритов гранулярных нейронов (Ramos et al., 2007). Нокдаун Sp4 в первичных гранулярных нейронах и на органотипичных срезах мозжечка приводит к изобильному ветвлению дендритов (Ramos et al., 2007). Кроме того, индуцируемое активностью ремоделирование дендритов блокируется с помощью нокдауна Sp4, подтверждая, чтоt Sp4 может ограничивать образование веточек и способствовать зависимой от активности подрезке (pruning). Последующие исследования выявили, что Sp4 соединяется с промотором neurotrophin 3 (NT-3 или Ntf3) и репрессирует его активность, снижая тем самым экспрессию NT-3 и ограничивая ветвление дендритов в нейронах (Ramos et al., 2009). Т.о., разные транскрипционные факторы могут позитивно или негативно регулировать ветвление дендритов в головном мозге млекопитающих, открывая высоко специфичный, но сложный, слой контроля морфогенеза дендритов.

The role of steroid hormones

Подобно транскрипционным факторам стероидные гормоны действуют в ядре, чтобы регулировать развитие дендритов. γ нейроны грибовидного тела Drosophila (see Glossary, Box 1), напр., по-видимому, дифференциально регулируются с помощью ядерного рецептора Ftz-f1 и его гомолога Hr39 (Boulanger et al., 2011). Хотя их анализ первоначально был сконцентрирован на подрезке и ремоделировании аксонов, авт. предположили участие Ftz-f1 в запуске экспрессии рецептора стероидного гормона Ecr-B1 и подавлении экспрессии Hr39, индуцируя тем самым подрезку дендритов γ нейронов. Напротив, Hr39 конкурирует с эндогенным Ftz-f1 и тем самым снижает уровни Ecr-B1, чтобы прервать обрезку. Т.о., Ftz-f1 и Hr39 вызывают противоположные эффекты на дендритное древо, действуя как реостат в отрношении экспрессии Ecr-B1. Более того, недавнее исследование у Drosophila da нейронов подтвердило, что в присутствии стероидного гормона ecdysone, Ecr-B1 соединяется с CREB-binding protein (CBP) и действуя совместно в эпигенетическим фактором Brm, вызывает ацетилирование H3K27 в генетическом локусе Sox14 (Kirilly et al., 2011). Т.о., стероидные гормоны могут действовать посредством эпигенетических механизмов, регулируя морфогенез дендритов, хотя биохимические связи остаются неизвестными.

Cytoskeleton-mediated control of dendritic morphogenesis

Регуляторы цитоскелета действуют на структурные белки внутри тела и дендритов, чтобы контролировать морфогенез дендритов в ходе развития. Рано в развитии эти регуляторы управляют фундаментальными изменениями в росте и ветвлении дендритов, тогда как на более поздних стадиях они предоставляют механизмы для тонко настраиваемого контроля древа дендритов. С помощью реструктуирования актина и микротубулярного скелета эти регуляторы могут обусловливать непосредственные изменения в ветвлении и длине дендритов.

Rho family GTPases and actin cytoskeletal regulators

Rho семейство GTPases модулирует цитоскелет, чтобы регулировать рост и ветвление дендритов нейронов беспозвоночных и млекопитающих (Leemhuis et al., 2004; Newey et al., 2005; Chen and Firestein, 2007). Эти белки обнаруживают циклы между активированным GTP-связанным состоянием и инактивированном GDP-связанным состоянием. Небольшая GTPase RhoA ограничивает рост дендритов, тогда как Ras-related C4 botulinum toxin substrate 1 (Rac1) и Cdc42, по-видимому, управляют доводкой дендритов (Scott and Luo, 2001). Постоянно активная экспрессия RhoA в нейронах ЦНС Drosophila, в Xenopus RGC и центральных нейронах, эксплантах куриных RGC и на срезах гиппокампа крыс уменьшает длину дендритов и объем дендритного поля (Ruchhoeft et al., 1999; Lee et al., 2000; Li et al., 2000; Nakayama et al., 2000; Wong et al., 2000). Мутации потери функции RhoA у мух вызывают промахивание нейронами грибовидного тела своих границ, приводя к аномальным полям дендритов (Lee et al., 2000). В противоположность мутантам RhoA, потеря Rac1 у мух снижает сложность и размер дендритов нейронов грибовидного тела (Ng et al., 2002). Сходным образом, у личинок в классе IV da нейронов, Rac1 и актин-стабилизирующий белок tropomyosin регулируют рост и ветвление дендритов (Lee et al., 2003; Li and Gao, 2003). Потеря Cdc42 в нейронах вертикальной системы (see Glossary, Box 1) зрительной системы Drosophila сталкивается с типичными паттернами ветвления и образованием конусообразных дендритов (Scott et al., 2003), тогда как гиперактивация Cdc42 у мышей, несущих мутации в Cdc42 GAP NOMA-GAP (также известном как Arhgap33) приводит к упрощению кортикальных дендритов in vivo за счет контроля регулятора актина cofilin (Ros?rio et al., 2012). В др. системах, включая Xenopus оптические тектальные нейроны (see Glossary, Box 1) и RGCs млекопитающих, Rac1 и в меньшей степени Cdc42 избирательно увеличивают вытягивание и отдергивание дендритных веточке (Li et al., 2000; Wong et al., 2000).

Как может регулироваться активность Rho и Rac? Интересно, что деполяризация нейронов, вызываемая с помощью NMDA и рецепторов глютамата в сетчатке, по-видимому, регулирует динамику дендритов посредством Rho и Rac (Wong et al., 2000). Исследования нейронов гиппокампа идентифицировали GEF Tiam1 в качестве критической молекулярной связи между передачей сигналов NMDA и Rac1 (Tolias et al., 2005). Сходным образом, GEF семейство Ephexins регулирует активность RhoA, Rac и Cdc42 (Shamah et al., 2001; Sahin et al., 2005; Margolis et al., 2010). Интересно, что разные Ephexin белки оперируют ниже определенных Eph рецепторов и оказывают отличающиеся эффекты на активацию Rho и Rac (Shamah et al., 2001; Margolis et al., 2010). Напр., Ephexin5 (также известный, как Arhgef15) специфически стимулирует активность RhoA при незанчительном или отсутствии эффекта на Rac и Cdc42 (Margolis et al., 2010). Хотя Ephexins регулируют динамику ростовых конусов аксонов и образование синапсов (Shamah et al., 2001;Sahin et al., 2005; Margolis et al., 2010), описана и функция Ephexins, особенно Ephexin1, в морфогенезе дендритов (Wu et al., 2007). Помимо GEF-зависимой активации, активность Rac была также связана с передачей неканонических сигналов Wnt посредством catenins в нейронах гиппокампа (Yu and Malenka, 2003; Rosso et al., 2005; Peng et al., 2009). Этот путь регулируется с помощью постсинаптического белка Shank и origin recognition core complex, оба из которых участвуют в морфогенезе дендритов (Huang et al., 2005;Quitsch et al., 2005). Итак, эти находки показывают, что Rho семейство GTPases может быть важным для трансдукции внеклеточных сигналов и др. сигналов, чтобы управлять структурными изменениями внутри нейронов.

Несколько исследований было посвящено идентификации ключевых нижестоящих эффекторов для Rho семейства GTPases. RhoA активирует Rho-associated kinase (ROK), а в нейронах гипокампа подавление ROK супрессирует уменьшение длины дендритов, вызываемое постоянно активной экспрессией RhoA (Nakayama et al., 2000), подтверждая, что киназа ROK необходима для функции RhoA в морфогенезе дендритов. ROK, в свою очередь, контролирует фосфорилирование легких цепей миозина и контрактильность актомиозина (Kimura et al., 1996; Hirose et al., 1998; Winter et al., 2001). По сравнению с RhoA, менее известно о нижестоящих эффекторах Rac1 и Cdc42 в контроле морфогенеза дендритов. Rac1 и Cdc42 могут сходиться на общем сигнальном пути. В соответствие с этой моделью, serine/threonine киназа Pak1, по-видимому, активируется с помощью Rac1 и Cdc42 и индуцирует доводку дендритов в незрелых кортикальных нейронах (Hayashi et al., 2007). Rac1 и Cdc42 могут также активировать комплекс Arp2/3 (Chhabra and Higgs, 2007). Однако необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить дополнительные вышестоящие регуляторы и нижестоящие эффекторы для Rho семейства GTPases.

Подобно Rho GTPases, фактор полимеризации актина Enabled (Ena), по-видимому, регулирует актиновый цитоскелет, чтобы управлять формированием паттерна дендритов. В Drosophila md сенсорных нейронах мутации потери функции в гене ena заставляют дендриты поворачивать дорсально и эти дендриты неспособны достичь границ сегмента (Gao et al., 1999). Интересно, что Ena и тирозин киназа Ableson (Abl), по-видимому, действуют иерархически ниже рецептора наведения Roundabout (Robo) и рецепторной тирозин фосфатазы Dlar (также известной как Lar) (Wills et al., 1999; Bashaw et al., 2000). Хотя Ena и её гомологи формируют комплекс с актиновыми цитоскелетными белками и регулируют динамику актинов (Lanier and Gertler, 2000), специфические молекулярные эффекторы Ena в морфогенезе дендритов ещё предстоит определить.

Вследствие вытягивания актинового цитоскелета дендриты д. быть стабилизированы с помощью микротрубочек, чтобы поддержать адекватную структурную целостность, процесс, использующий ряд микротубулярных моторов и транспортные белки. В противовес аксонам в дендритах поддерживается транспорт в обоих направлениях (Baas et al., 1988; Baas et al., 1989). Как показано с помощью истощения двигательного белка CHO1 (также известного, как MKLP1 или KIF23) в симпатических нейронах, эти двунаправленные микротрубочки важны для формирования и поддержания дендритов (Sharp et al., 1997; Yu et al., 2000). Помимо CHO1, многие др. микротубулярные транспортные белки вносят вклад в развитие дендритов. Напр., у Drosophila мутации потери функции в генах, кодирующих к минус концу направленный динеиновый двигательный белок Dhc64 и ассоциированный с ним белок Lissencephaly1 (Lis1) ингибирует рост, ветвление и созревание дендритов нейронов грибовидного тела (Liu et al., 2000; Smith et al., 2000). Интересно, что мутации LIS1 (также известный, как PAFAH1B1) у человека приводят к потере извилин и борозд, что приводит к гладкой коре головного мозга, известной как lissencephaly. Хотя эта патология в первую очередь обусловлена дефектами миграции кортикальных нейронов, гетеротропными пирамидальными нейронами гиппокампа и ранними кортикальными нейронами, у гетерозиготных Lis1 (Pafah1b1) мутантных мышей наблюдается уменьшение длины и ветвления дендритов (Fleck et al., 2000; Cahana et al., 2001). Дополнительные двигательные белки, включая члена семейства кинезинов Kif5, участвуют в переносе белков, необходимых для роста дендритов (Hoogenraad et al., 2005). Др. регуляторы, по-видимому, контролируют активность двигательных белков: Nna1 (также известен как Agtpbp1), напр., регулирует стабильность микротрубочек посредством внутриядерного lysyl oxidase propeptide и передачи сигналов NF-κB RelA, чтобы управлять развитием дендритов клеток Пуркинье (Li et al., 2010a). Итак, эти исследования устанавливают важную роль микротубулярных двигательных белков в формировании и поддержании дендритов.

Некоторые молекулы, которые связывают динамику микротрубочек с актиновым цитоскелетом, также считаются важными регуляторами роста дендритов, поддерживая идею, что изменения в актиновом цитоскелете дендритов могут в дальнейшем быть стабилизированными с помощью микротрубочек. Напр., в случае Lis1 и dynein, эти белки формируют комплекс с Nudel, который является p35/Cdk5 субстратом (p35 является специфичным для нейронов активатором Cdk5) (Niethammer et al., 2000; Sasaki et al., 2000). Интересно, что активность p35/Cdk5 может регулироваться с помощью Rac (Nikolic et al., 1998), указывая, что p35/Cdk5 может действовать как сигнальная связь между актиновым цитоскелетом и микротрубочками в нейронах. У Drosophila, крупный цитоскелетный линкерный белок Kakapo (Kak, также известен как Short stop), который имеет гомолога у позвоночных MACF, содержит домены, которые связывают актин и микротрубочки (Gregory and Brown, 1998; Strumpf and Volk, 1998). У мутантных мух kak структура микротрубочек нарушена в многочисленных типах клеток и соответственно дендриты в md нейронах и двигательных нейронах имеют дефекты ветвления (Prokop et al., 1998; Gao et al., 1999). Итак, эти исследования подтверждают, что динамика связей актина и микротрубочек является важной для роста и ветвления дендритов.

Trafficking and membrane remodeling during dendrite morphogenesis: a role for Golgi and endoplasmic reticulum proteins

Рост и тщательная доводка дендритов нуждается в больших количествах плазматических мембран и белков, для этого необходимы соотв. механизмы поляризованного перемещения грузов в новые веточки (Corty et al., 2009). Компартментализованный Гольджи, известный как сторожевое охранение Гольджи, являются важными компонентами секреторного пути, обнаруживаемого в дендритах беспозвоночных и млекопитающих (Horton and Ehlers, 2003; Horton et al., 2005; Ye et al., 2007). В нейронах гиппокампа крыс сторожевое охранение Гольджи стремится находиться в длинных, сильно разветвленных дендритах, а пертурбации с доставкой Гольджи в эти нейроны прерывают рост и поддержание дендритов (Horton et al., 2005; Pfenninger, 2009). Более того, локальное устранение сторожевого охранения Гольджи снижает динамику ветвления нейронов da дрозофилы (Ye et al., 2007). Как может сторожевое охранение Гольджи контролировать морфогенез дендритов? Недавнее исследование показало, что сторожевое охранение Гольджи непосредственно закрепляет (nucleate) микротрубочки посредством белков γ-tubulin и CP309, а гомолога у Drosophila центросомного матричного белка млекопитающих AKAP450 (также известен как Akap9) (Ori-McKenney et al., 2012). Существуют, скорее всего, дополнительные механизмы и функции, стоящие ниже сторожевого охранения Гольджи, которые предстоит выяснить.

Недавнее исследование подтвердило, что endoplasmic reticulum (ER) дендритов также может играть роль в локализации важных белков в точках ветвления, подчеркивая важную роль протеин киназы C (PKC) и ER белка CLIMP-63 (также известен как Ckap4) в пространственном ограничении AMPA рецепторов в ответ на передачу сигналов type I metabotropic glutamate receptor (mGluR) (Cui-Wang et al., 2012). Поразительно, локальные зоны сложности ER располагаются в точках ветвления, которые работают с этими белками, чтобы сконцентрировать AMPA рецепторы. Т.о., активные механизмы по локализации секреторного аппарата, включая Гольджи и ER, находятся в местах роста и ремоделирования дендритов и могут регулировать развитие дендритов.

При продвинутом генетическом скрининге у мух, открыто несколько белков, которые обеспечивают транспорт от ER к Гольджи, такие как Dar2, Dar3 и Dar6, которые являются ортологами дрожжевых белков Sec23, Sar1 и Rab1, соотв., и необходимы для окончательной доработки дендритов в классе IV da нейронов (Ye et al., 2007). Напр., Dar3 необходим для образования пузырьков для переноса белков от ER к Гольджи. Соотв., Dar3 мутанты обнаруживают диффузные сторожевые охранения Гольджи и нарушения роста дендритов. Нокдаун Dar3 гомолога Sar1 в нейронах гиппокампа крыс дает сходные эффекты и специфически нарушает развитие дендритов, но не аксонов (Ye et al., 2007), подтверждая, что мухи и млекопитающие используют эволюционно консервативные механизмы контроля доставки секретов в дендриты.

Как могут белки Гольджи располагаться в местах активного ремоделирования дендритов? У Drosophila, golgin coiled-coil адапторный белок Lava lamp (Lva) контролирует распределение сторожевого охранения Гольджи за счет ассоциации с базирующимся на микротрубочках моторным комплексом dynein-dynactin. В соответствии с этой функцией, доминантно негативный Lva заставляет сторожевое охранение Гольджи сдвигаться в проксимальные части дендритов, приводя к дистально-проксимальному сдвигу ветвления дендритов в da нейронах (Ye et al., 2007). Последующие исследования установили, что дополнительные мутации в легкой промежуточной цепи 2 dynein и промежуточной цепи dynein фенокопируют эффект мутаций lva на сторожевое окружение Гольджи и морфогенез дендритов (Satoh et al., 2008; Zheng et al., 2008). Поскольку dynein комплекс является к минус концу направленным мотором, то эти находки открывают интригующую возможность, что dynein действует в качестве ключевого компонента трафика аппарата ветвления, чтобы увеличивать древо дендритов.

Ключевые регуляторы морфогенеза дендритов могут действовать локально на аппарат Гольджи, чтобы контролировать морфогенез дендритов. Litterman et al. открыли E3 ubiquitin ligase Cul7-Fbxw8 в качестве критического регулятора морфогенеза Гольджи и развития дендритов (Litterman et al., 2011). Cul7-Fbxw8 располагается на аппарате Гольджи в нейронах, а ингибирование Cul7-Fbxw8 нарушает морфогенез Гольджи и функцию гранулярных нейронов и последующую доводку дендритного древа в коре мозжечка грызунов in vivo(Litterman et al., 2011). Регулятор цитоскелета Obsl1 взаимодействует с Cul7-Fbxw8 и локализует Cul7 в аппарате Гольджи в нейронах и тем самым способствует росту дендритов (Litterman et al., 2011). Поразительно, мутации CUL7 и OBSL1 вызывают у людей нарушение развития 3M синдром (Huber et al., 2005; Maksimova et al., 2007; Hanson et al., 2009), это ставит вопрос, могут ли аномалии дендритов возникать при этом нарушении. Итак. эти находки подтверждают, что белковые комплексы могут действовать локально на аппарат Гольджи, чтобы управлять морфогенезом дендритов.

Помимо секреторного пути путь эндоцитоза также может регулировать рост и ветвление дендритов, влияя на плотность рецепторов клеточной поверхности (Jan and Jan, 2010). Напр., компоненты раннего пути эндоцитоза, такие как малая GTPase Rab5, облегчает образование древа Drosophila da нейронов зависимым от dynein образом (Satoh et al., 2008). Напротив, мутации в coiled-coil белке Shrub, гомологе у Drosophila дрожжевого Snf7, который предоставляет эндосомы для переноса лизосом посредством комплекса ESCRT-III, вызывают обильное ветвление дендритов da нейронов (Sweeney et al., 2006). Интересно, что у дрожжей Snf7 важен для образования мультивезикулярных тел (Teis et al., 2008; Saksena et al., 2009), это ставит вопрос, играют ли эти эндосомные компартменты роль в формировании паттерна дендритов. Какие специфические молекулы клеточной поверхности регулируют морфогенез дендритов? Недавние данные указали на участие с clathrin adaptor-ассоциированной киназы Nak в росте дендритов высокого порядка (Yang et al., 2011). Nak, по-видимому, взаимодействует с аспектами пути эндоцитоза, чтобы управлять локализацией в дендритах clathrin ямок (puncta) в точках ветвления и на кончиках дендритов, где они облегчают интернализацию Drosophila L1CAM гомолога Neuroglian. В будущем помимо прояснения участия аппарата эндоцитоза в морфогенезе дендритов, будет важно идентифицировать дополнительный груз этого пути, который управляет развитием дендритов.

Factors that regulate dendritic field size and scaling

Чтобы информация передавалась с высокой точностью, древо дендритов д. соотв. образом покрывать свои рецептивные поля мишени для иннервации. Дендриты также д. расти до соотв. размера, чтобы избежать процесса перекрывания со сходными типами нейронов. Члены семейства Hippo и PI3K-mTor сигнальные белки возникают как важные драйверы в области размера и становления масштаба дендритного древа.

Hippo family members

Ste20 семейства киназа Hippo регулирует размер органа у млекопитающих и мух (Pan, 2007). У Drosophila, Hippo позитивно регулируется с помощью Salvador (Sav) и фосфорилирует и активирует Warts (Wts), ядерную DBF2-родственную (NDR) киназу. В Drosophila da нейронах, этот комплекс ингибирует компоненты polycomb repressor complex (PRC), чтобы блокировать транскрипционное молчание (Parrish et al., 2007a). В соответствии с этой моделью, мутации членов пути Hippo или генов Polycomb group (PcG) нарушают поддержание дендритов в классе IV da нейронов, приводя к пробелам в полях дендритов (Emoto et al., 2006; Parrish et al., 2007a), это указывает на критическую роль с помощью Hippo регулируемой передачи сигналов Sav-Wts для поддержания дендритов.

Hippo также является ключевым регулятором NDR киназы Tricornered (Trc), которая активируется с помощью Furry (Fry). У Drosophila в классе IV da нейронов мутации в trc или fry первоначально считались как обусловливающие в дендритах нечувствительность к контактами обусловливающей супрессии роста, приводя к перекрыванию дендритных полей и потере дендритного покрытия (Emoto et al., 2006). Однако новый анализ Han et al. продемонстрировал, что trc и fry мутанты неспособны ограничивать дендриты в двухмерной плоскости, делая возможной экспансию дендритов в трех измерениях (Han et al., 2012). Поэтому дендриты этих мутантов оказывались способными избегать контактами вызываемого отталкивания, приводя к перекрыванию рецептивных полей и потере мозаичного покрытия. Интересно, что компоненты TOR complex 2 (TORC2), включая Sin1, Rapamycin-insensitive companion of Tor (Rictor) и Tor, образуют комплекс с Trc и запускают его активацию и фосфорилирование. Соотв., мутации в этих генах нарушают мозаичное покрытие класса IV da нейронов из-за неспособности ограничения дендритов двумерной плоскостью (Koike-Kumagai et al., 2009; Han et al., 2012). Важно, что эти механизмы, по-видимому, эволюционно консервативны: SAX-1 и SAX-2, гомологи у Caenorhabditis elegans Trc и Fry, соотв., также управляют мозаичным покрытием. Итак, эти исследования подтверждают, что передача сигналов Hippo регулирует передачу сигналов Trc-Fry и Wts-Sav , чтобы координировать мозаичное покрытие и поддержание дендритов (Jan and Jan, 2010).

В головном мозге млекопитающих NDR киназы 1 и 2 (также известны, как Stk38 и Stk38l) регулируют образование дендритами древа и развитие дендритных шипов (Ultanir et al., 2012). Нокдаун NDR1/2 или экспрессия доминантно-негативных NDR мутантов усиливает древовидное образование дендритов и проксимальное ветвление в пирамидальных нейронах. AP2 associated kinase (AAK1) и GEF Rabin8 были идентифицированы в качестве субстратов NDR1/2 (Ultanir et al., 2012). Поэтому эти белки внутриклеточного везикулярного транспорта управляют ростом дендритов и развитием шипов. соотв.

PI3K-mTOR signaling proteins

Несколько исследований на мухах и млекопитающих подтвердили функцию передачи сигналов phosphoinositide 3-kinase (PI3K) в масштабировании и развитии дендритов. У мух путь PI3K-mammalian target of rapamycin (mTOR) ограничивает развитие дендритов (Parrish et al., 2009); однако, этот путь регулируется извне с помощью экспрессии микроРНК bantam соседними эпителиальными клетками, которые в свою очередь тушат активность Akt в da нейронах. В нейронах млекопитающих путь PI3K-Akt-mTOR способствует росту дендритов (Jaworski et al., 2005; Kumar et al., 2005). Дополнительные исследования с использованием нейронов, культивируемых от Reeler мышей и дикого типа сибсов, показали, что reelin стимулирует передачу сигналов mTOR-S6 kinase 1 Dab1-зависимым способом (Jossin and Goffinet, 2007). Поразительно, фармакологическое ингибирование PI3K, Akt или mTOR в нейронах гиппокампа блокирует стимулирующие эффекты reelin на рост дендритов (Jossin and Goffinet, 2007). Итак, эти находки подтверждают, что reelin оперирует выше передачи сигналов PI3K и target of rapamycin complex 1 and 2 (TORC1/2), чтобы регулировать морфогенез дендритов. Интересно, что мутации в компонентах target of TORC2, включая Sin1, Rictor и Tor, оказались также вовлеченными в формирование паттерна дендритов у Drosophila. Эти компоненты TORC2 формируют физический комплекс с Trc, чтобы управлять мозаичным покрытием дендритами класса IV da нейронов (Koike-Kumagai et al., 2009). Итак, эти исследования подтвердили, что передача сигналов Ras-PI3K-mTOR , как и TORC2 регулирует развитие дендритов с потенциальной ролью в scaling и tiling дендритов.

Cell cycle-regulated ubiquitin ligases and dendrite development

Увеличивается литература по идентификации новых функций для белков клеточного цикла в постмитотических нейронах (Kim and Bonni, 2007; Yang et al., 2010; Puram and Bonni, 2011). Почти декаду тому назад было показано, что главная ubiquitin лигаза Cdh1-APC ограничивает рост аксонов в постмитотических нейронах (Konishi et al., 2004), находка, которая побудила к многочисленным анализам регуляции и субстратов этого белкового комплекса (Huynh et al., 2009;Lasorella et al., 2006; Stegmuller et al., 2006). В свете функции Cdh1-APC в аксонах, роль родственной убиквитин лигазы Cdc20-APC также была охарактеризована в нейронах (Kim et al., 2009; Puram et al., 2010). Эти исследования выявили, что компоненты комплекса Cdc20-APC экспрессируются в развивающемся головном мозге, где они способствуют росту и тщательной доводке дендритов (Kim et al., 2009). Ассоциированная с центросомами histone deacetylase 6 (Hdac6) способствует polyubiquitylation Cdc20, стимулируя тем самым активность убиквитин лигазы Cdc20-APC. В свою очередь, центросомная Cdc20-APC запускает полиубиквитинирование и деградацию HLH белка inhibitor of DNA binding 1 (Id1), чтобы стимулировать развитие дендритов. Центросомный Id1 контролирует развитие дендритов путем взаимодействия с убиквитин рецептором Rpn10 (также известен как S5a или Psmd4) и ингибируя тем самым активность протеосом на центросоме в нейронах (Puram et al., 2013). Клеточно прирожденный путь Cdc20-APC морфогенеза дендритов, по-видимому, регулируется свыше посредством внеклеточных сигналов, таких как передача сигналов кальция, посредством канонического кальциевого канала TRPC5 и главной протеин киназы CaMKIIβ (Fig. 2) (Puram et al., 2011a; Puram et al., 2011b). В будущем важно определить, имеются ли дополнительные регуляторы передачи центросомных сигналов, обеспечивающие интеграцию внеклеточных сигналов и присущих клеткам передач сигналов, чтобы управлять белками клеточного цикла.

RNA targeting and local protein translation in dendrites

Чтобы быстро расширить и поддержать веточки дендритов, нейроны д. быстро синтезировать локально белки внутри дендритов. Локальная трансляция, по-видимому, играет центральную роль в морфогенезе дендритов (Chihara et al., 2007). РНК-связывающие белки Pumilio и Nanos, которые впервые были идентифицированы как белки, целенаправленно поставляющие мРНК, у эмбрионов Drosophila, оказались необходимы для формирования паттерна дендритов в классе III и IV da нейронов, но не в классе I и II нейронов (Ye et al., 2004). Кроме того, после периода инициального роста дендритов, поддержание и дальнейшее ветвление класса IV da нейронов у личинок зависит от доставки в дендриты nanos мРНК вместе с Glorund и Smaug, которые регулируют трансляцию nanos путем распознавания stem loops в его 3' untranslated region (UTR) (Brechbiel and Gavis, 2008). Сходным образом, staufen 1 (Stau1), белок, связывающий двухнитчатую РНК, оказался сцеплен с локализацией РНК в дендритах нейронов, с трансляционным контролем и распадом мРНК. Культивируемые нейроны гиппокампа от мутантных мышей с укороченным Stau1, обнаруживают дефектную доставку в дендриты содержащих Stau1 и β-actin (Actb) мРНК рибонуклеопротеинов и упрощение дендритных дерев (Vessey et al., 2008). Однако эти животные не имели очевидного поведенческого дефицита, это указывает, что Stau1 , скорее всего, действует, перекрываясь с др. механизмами локальной трансляции. Как могут метиться специфические мРНК для доставки в дендриты? Buckley et al. идентифицировали ID элемент ретротранспозонов, сохранившегося класса short interspersed repetitive elements (SINEs), внутри интронов нескольких направляемых в дендриты мРНК (Buckley et al., 2011). Эти последовательности достаточны для целенаправленной достаки как эндогенных, так и экзогенных транскриптов в дендриты и соотв., по-видимому, влияют на распределение белков внутри клетки. Т.о., элементы со специфическими последовательностями, как и взаимодействия РНК-белок, могут управлять локальной трансляцией в дендритах.

У Xenopus, мРНК-связывающий белок cytoplasmic polyadenylation element binding protein 1 (CPEB1) регулирует зависимый от активности морфогенез дендритов в зрительной системе. Используя morpholino-обеспечиваемый нокдаун и экспрессию у мутантов, Bestman and Cline предположили роль CPEB1 в локальной трансляции мРНК (Bestman and Cline, 2008). В соответствии с этими находками, CaMKII фосфорилирует CPEB в нейронах гиппокампа, который вызывает взаимодействие CPEB с cytoplasmic polyadenylation element (CPE)-подобными последовательностями в мРНК, стимулируя тем самым трансляцию (Atkins et al., 2004). Была предположена направляющая функция CPEB. После деполяризации, CPEB рекрутируется на CPE-подобные последовательности в 3' UTR мРНК BDNF, направляя мРНК в дендриты нейронов гиппокампа (Oe and Yoneda, 2010). Подобно CPEB1, Fragile X mental retardation protein (FMRP) регулирует поставку и трансляцию мРНК на периферии нейронов и тем самым влияет на морфогенез дендритов (Bagni and Greenough, 2005). Однако точный механизм, с помощью которого FMRP контролирует формирование паттерна дендритов, остается неизвестным. Эти исследования подтверждают, что мРНК-связывающие белки, такие как CPEB1 и FMRP, являются критическими регуляторами доставки и трансляции мРНК в дендритах. Соотв., дефекты этих клеточных механизмов могут иметь драматические последствия для собственно генерации нейрональных связей и функции головного мозга.

Conclusions and perspectives

Recent studies reveal an enormous degree of complexity in the signaling mechanisms that control dendrite growth, patterning and maintenance. Although numerous cell-intrinsic regulators, ranging from transcription factors to cytoskeletal proteins, orchestrate dendrite morphogenesis (summarized in Fig. 3), there are several salient themes. It is clear that proteins involved in dendrite morphogenesis have functions that may be completely divergent or unrelated in non-neuronal cell types. The ubiquitin ligase Cdc20-APC is perhaps the quintessential example of this principle; Cdc20-APC drives dendrite growth and elaboration in neurons, but in mitotic cells is responsible for the transition from metaphase to anaphase (Kim et al., 2009; Puram et al., 2010). Thus, simply limiting our analyses of dendrite morphogenesis to proteins known to regulate morphology more generally is not sufficient. Forward genetic screens in Drosophila over the past 15 years have demonstrated the utility of unbiased approaches in identifying novel drivers of dendrite patterning (Scott and Luo, 2001; Jan and Jan, 2003; Grueber and Jan, 2004; Parrish et al., 2006). In the future, it will be useful to extend this approach to mammalian systems, where RNAi libraries and similar approaches can be utilized to comprehensively identify regulators of dendrite morphogenesis. Although implementation of such an approach will be challenging given the arduous methods for quantifying dendrite arbors, optimizing this hypothesis-generating approach will open up the possibility of uncovering additional pathways that regulate dendrite morphogenesis in higher order vertebrates. Fig. 3.

Regulators of dendrite patterning also appear to have dedicated roles in driving specific phases of dendrite morphogenesis. For example, AMP-activated protein kinase (AMPK) phosphorylates the motor protein Kif5a to specify dendrites and establish their identity early in morphogenesis (Parrish et al., 2006). Later in development, NeuroD stimulates early stages of dendrite growth and elaboration, while the transcription factors Sp4 and MEF2 trigger the pruning and maturation of dendrites, respectively (Gaudilli?re et al., 2004; Shalizi et al., 2006; Ramos et al., 2007). Together, our survey of the literature reveals the emerging concept of specific cell-intrinsic regulators mapping onto distinct temporal phases of dendrite development. Interestingly, several molecules, such as the NDR kinases, have roles in both dendrite morphogenesis and spine formation (Ultanir et al., 2012), raising the intriguing possibility that the same regulators of dendrite patterning have additional functions in other phases of neuronal development. In the future, exploring cross-talk between signaling cascades that are active during distinct phases of development will be important in understanding the transitions from one phase to another.

Although the diverse regulators of dendrite morphogenesis must ultimately converge on the dendrite itself, leading to changes such as extension or retraction and branching or pruning, molecular integration is likely to occur at earlier steps in signaling. For example, the cell-extrinsic regulators Wnt and Dishevelled (Dvl) modulate the activity of the Rho GTPase Rac and JNK, whereas the secreted cue Sema3A triggers protein kinase A (PKA) activation, together providing a glimpse of how cell-extrinsic and cell-intrinsic regulators may ultimately be integrated. An important aspect of the fine-tuned control of dendrite morphogenesis appears to arise from regulators working in synergy to offer homeostatic regulation. TheDrosophila transcription factors Cut, Knot and Spineless provide an elegant example of this combinatorial approach to signaling and its effects on dendrite patterning. However, the opposing effects of Ftz-f1 and Hr39 on steroid hormone pathways or Rac1 and Cdc42 on cytoskeletal proteins demonstrate that this integrative approach is not restricted to transcription factors. Rigorous investigation of the downstream convergence of signaling pathways on individual dendrites offers a fruitful avenue for understanding the complex dynamics that mediate formation of the mature dendritic arbor.

Despite the extensive research into dendrite patterning during the past two decades, new and exciting areas of general biology will have a major impact on our understanding of dendrite morphogenesis in the years to come. For example, a recent study has identified a role for the microRNA bantam in repressing Akt activity and blocking the regeneration of dendrites in Drosophila da neurons (Ultanir et al., 2012). Similarly, the role of organelles such as the primary cilium in dendrite morphogenesis remains to be elucidated. Defects in dendrite morphogenesis have been observed in neurons with conditional deletion of cilia (Song et al., 2012), but the underlying signaling mechanisms remain poorly characterized. The authors suggest that Wnt signaling might be dysregulated, thereby mediating aberrations in dendrite patterning. There has also been an explosion of interest in the secretory pathway and its functions in diverse aspects of biology, and the role of the secretory pathway machinery in dendrite morphogenesis is no exception (Kumamoto et al., 2012).

Characterizing the pathways regulating dendrite morphogenesis is likely to have profound consequences for our understanding of developmental disorders of cognition. Abnormalities in dendrite morphogenesis have been described in diverse neurological disorders including autism spectrum disorders (ASD), Down syndrome and Fragile X (Al-Bassam et al., 2012), as well as neurodegenerative disease (Takashima et al., 1981; Becker et al., 1986;Armstrong, 1995; Irwin et al., 2000; Kaufmann and Moser, 2000; Dierssen and Ramakers, 2006; Pardo and Eberhart, 2007). Psychiatric disorders such as schizophrenia may also be characterized by dendritic abnormalities (Graveland et al., 1985; Selkoe et al., 1987). In all these disorders, it remains unclear whether dendrite defects represent the cause or effect of the disease; however, it is tempting to speculate that reversing dendrite abnormalities in these disorders might prove at least partially clinically beneficial. Although dendrite development is likely to require a delicate balance between numerous molecular pathways, improving our understanding of these diverse regulators might render the manipulation of dendrite patterning a real possibility in the future.

Cell-intrinsic drivers of dendrite morphogenesis Sidharth V. Puram and Azad Bonni ЖУРНАЛ

Cell-intrinsic drivers of dendrite morphogenesis
Sidharth V. Puram and Azad Bonni
ЖУРНАЛ