Посещений: 
ЛИЗОСОМЫ
Регуляция деградации липидов
|
|
Lysosome: regulator of lipid degradation pathways Carmine Settembre, Andrea Ballabio
 Trends in Cell Biol. Volume 24, Issue 12, p743-750, December 2014 |
|
|
Overview of lipid catabolism pathway during fasting
Голодание одно из неприятных состояний, с которым сталкивается организм. Чтобы поддерживать клеточный метаболизм липиды, белки и углеводы д. разлагаться, чтобы давать жирные кислоты (FA), аминокислоты (AA) и пируват, соотв. (see Glossary). Эти вещества в свою очередь могут генерировать АТФ для поддержания энергии [1]. В частности, липиды, такие как триглицериды (TGs) могут быть разорваны с помощью различных механизмов, включая липолизис и аутофагию во время пищевого голодания.
TGs являются преобладающей формой жира в теле человека и состоят из трех цепочек FA, сцепленных с одной молекулой глицерола. TGs обычно хранятся в специализированных органеллах, наз. липидными капельками (LDs), которые содержат также эфир холестерола. LDs возникают из мембраны эндоплазматического ретикулума и ограничены монослоем фосфолипидов и покрыты структурными белками, такими как perilipins, caveolins и некоторые члены Rab семейства малых GTPases. LDs являются главным цитозольным компонентом адипоцитов и обнаруживаются действительно в каждом типе клеток, таких как гепатоциты, нейроны, глия, макрофаги, дендритные клетки и лимфобласты [2, 3]. Традиционно считалось, что LDs гидролизуются с помощью трех липаз: LD-associated adipose triglyceride lipase (ATGL); цитозольной hormone-sensitive lipase (HSL); и monoacylglycerol lipase (MGL), все они регулируются с помощью уровней питательных веществ и гормонов [4]. Однако в большинстве не жировых тканей эти липазы обнаруживают низкие уровни экспрессии, возникает вопрос, не нужны ли дополнительные липазы для эффективного липолизиса.
Голодание запускает распад TGs, которые содержатся в LDs, на глицерол и FA. В жировой ткани эти промежуточные образования секретируются в кроваток, тогда как в не жировой ткани они окисляются в митохондриях и пероксисомах посредством пути β -окисления, который расщепляет длинную углеродную цепь FA на молекулы acetyl-CoA, важный субстрат для цикла трикарбоновых кислот (TCA) [2, 4]. Несколько белков облегчают импорт клетками FA, включая плазматической мембраны FA транслоказу. Достигнув цитозоля FA эфиризируется до CoA и затем конъюгирует с carnitine с помощью carnitine palmitoyl transferase I and II (CPTI and CPTII) и carnitine acyltransferase. Эти модификации позволяют FA перемещаться через внутреннюю митохондриальную мембрану. Импорт FA в митохондрии рассматривается как ограничивающая скорость ступень пути β -окисления. Оказавшись внутри митохондрии молекула FA деградирует с помощью циклических реакций, которые укорачивают её длинную цепь на два углерода за цикл, генерируя молекулы FADH2 и NADH. Этот процесс в основном обеспечивается с помощью acyl-CoA synthetase, long- и medium-chain acyl-CoA dehydrogenases и 3-ketoacyl-CoA thiolase. β -окисление очень длинных цепей FA может также происходить внутри пероксисом.
Экспрессия и активность ключевых метаболических энзимов и транспортных белков, участвующих в катаболизме липидов, окно регулируются с помощью трансляционных и пост-трансляционных механизмов, которые обеспечиваются эндокринными, паракринными и аутокринными сигналами. Транскрипционная регуляция липидного катаболизма в печени и скелетных мышцах в основном контролируется с помощью активностей ядерного рецептора peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1-alpha (PPARα) и его ко-активатора PGC1α, которые в значительной степени индуцируются во время голодания [5]. PPARα регулирует внутриклеточный липидный метаболизм посредством прямого транскрипционного контроля многих генов, участвующих в пероксисомном и митохондриальном путях β -окисления, потребления FA и в катаболизме TG, включая CD36, CPT-1 и HMG-CoA synthase, которые превращают acetyl-CoA единицы в кетоновые тельца [84]. Появляются доказательства, подтверждающие связь между этими путями липидного катаболизма и пищевым голоданием.
Lipophagy: a vesicular way to degrade fat
В последние годы внутриклеточный процесс, известный как макроаутофагия (hereafter autophagy), возник как критический регулятор энергетического метаболизма во время голодания [6] (Figure 1). Аутофагия является эволюционно законсервированным катаболическим процессом, участвующим в первой ступени деградации внутриклеточных компонентов, таких как белки и гликоген, который дает AA и глюкозу соотв. (Figure 1) [7]. Поэтому аутофагия поддерживает продукцию энергии, когда внеклеточные питательные вещества недоступны (Box 1).
Рис. 1.
| | |
Box 1
Overview of the autophagy pathway
The autophagy pathway relies on the activities of two organelles: the autophagosome (AV) and the lysosome. AVs are involved in intracellular cargo sequestration and delivery to the lysosomes, initiating the degradation steps. AVs are double-lipid-bilayer membrane vesicles that originate from several membrane sources including the endoplasmic reticulum (ER), mitochondria, Golgi, and plasma membrane [75]. The biogenesis of the isolation membrane occurs mainly at the ER-mitochondria contact sites [76]. During membrane expansion, substrates are sequestered through receptor-mediated mechanisms before membrane sealing. Mature AVs fuse with lysosomes, forming autophagolysosomes, hybrid vesicles in which the degradation of the autophagic cargo occurs. Lysosomes are single-lipid-bilayer membrane organelles with an acidic lumen containing soluble hydrolytic enzymes, which are the executors of the catabolic processes. They include members of protein families such as sulfatases, glycosidases, peptidases, phosphatases, lipases, and nucleases that allow the lysosome to hydrolyze a vast repertoire of biological substrates, including proteins, glycosaminoglycans, lipids, glycogen, and nucleic acids [77]. Fasting leads to an increase in the number and size of AVs and lysosomes, suggesting that the cell has evolved a mechanism to co-regulate biogenesis and function of these two organelles to respond to fasting [27].
In the past few years great progress has been made to understand the molecular mechanisms governing autophagy [78]. Briefly, a core set of essential autophagy proteins (ATG) and several accessory proteins, such as soluble N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein (SNAP) receptors (SNAREs), vacuolar protein sorting-associated protein (VPSs), and RABs, are required for AV biogenesis. Their physiological activities are connected to the energy status of the cell by nutrient-sensitive proteins. For example, the mechanistic target of rapamycin complex 1 (mTORC1) kinase and the AMP-activated protein kinase (AMPK), which sense the cellular levels of nutrients, inhibit or activate autophagy, respectively, through phosphorylation of the mammalian homolog of yeast adipose triglyceride (ATG)1 [Unc-51 like autophagy activating kinase 1 (ULK1)] kinase [79, 80, 81]. ULK1, in turn, controls the activity of the protein complexes composed of ATG13, FIP200, and ATG101 and of the Beclin1/class III phosphatidylinositide 3-kinase (PI3K) VPS34, which produces the phosphatidylinositol 3-phosphate (PI3P) necessary for AV membrane formation [82]. Another example is the fasting-induced activation of the c-Jun N-terminal kinase (JNK)/mitogen-activated protein (MAP) kinase, which phosphorylates B cell leukemia factor 2 (Bcl-2) and triggers its dissociation from Beclin1, which activates autophagy [83].
|
|
Аутофагия, как было установлено, участвует в катаболизме липидов и была названа липофагией, чтобы подчеркнуть специфическую деградацию липидов с помощью аутофагии [8] (Figure 1). В самом деле, в клетках, лишенных важного гена аутофагии, LDs накапливаются в цитоплазме благодаря дефекту катаболизма [8], подтверждая, что имеется функциональный путь аутофагии чтобы разрушить его. Исследования, предпринятые на культивируемых гепатоцитах показали, что аутофагосомы секвестрируют части LDs и доставляют их в лизосомы для деградации. Этот процесс может происходить также и in vivo, поскольку наблюдалось, что клетки пациентов, страдающих печеночным steatosis, содержат заполненные липидами лизосомы [9]. В печени липофагия участвует в конститутивной печеночной деградации. Однако, её максимальный вклад наблюдается во время голодания, когда печень импортирует повышенные количества липидов, возникающих в результате периферического липолизиса [8]. Мыши, дефицитные по некоторым ключевым генам аутофагии, таким как ATG5, ATG7, ATG14 и VPS34 обнаруживают повышенные количества TG в печени [8, 10, 11, 12]. Кроме того, в некоторых исследованиях было продемонстрировано, что липофагия происходит также в др. тканях и типах клеток, включая фибробласты, нейроны, звездчатые клетки и макрофаги [13, 14].
Более того, было предположено, что внутриклеточное накопление LDs может способствовать аутофагии, поскольку LDs предоставляют предшественники липидов для образования мембран аутофагосом. Механистически, ассоциированные с мембраной LD patatin-like phospholipase domain-containing белки (PNPLAs) мобилизуют TGs, чтобы сформировать diacylglycerol (DAG), который используется для построения фосфолипидов, необходимых для образования мембран аутофагосом [15].
У млекопитающих лизосомы содержат одиночную lysosomal acid lipase (LAL) [16], которая в основном активна при кислом pH и обусловливает лизосомную деградацию TGs, эндоцитозированных липопротеинов и мембранных липидов. Дефицит LAL вызывает болезнь Wolman (известна как болезнь накопления холестеринового эфира в её мягкой форме), некоторые lysosomal storage disorder (LSD), характеризующиеся накоплением липидов в разных органах, включая печень и головной мозг [17, 18]. Вовремя липофагии, LAL обеспечивает гидролиз эфиров холестерина, высвобождаемого из LDs лизосомами посредством аутофагии [19, 20]. Кроме того, линии Caenorhabditis elegans, лишённые лизосомных липаз LIPL-1 и LIPL-3 (из которых только одна липаза присутствует у млекопитающих) накапливают LDs как результат дефектной их деградации, это ещё больше подтверждает, что лизосомные липазы играют важную роль в деградации жира [21].
Способ, с помощью которого липофагия регулируется и соединяется с др. путями липидного катаболизма, такими как внутриклеточное потребление липидов из кровотока и β-окисление всё ещё неясен. Эти процессы должны совместно регулироваться, чтобы оптимизировать использование липидов во время голодания и предупреждать липотоксичность, ассоциированную с накоплением липидов в цитозоле.
Мы обсудим доказательства, подтверждающие, что липофагия является транскрипционно регулируемым процессом и покажем, что сеть генов связывает липофагию с др. путями липидного катаболизма. Мы полагаем, что регуляция липофагии во время голодания осуществляется посредством сигнального пути, запускаемого лизосомами. Этот путь необходим для координации активностей mechanistic target of rapamycin complex 1 (mTORC1), из чувствительных к питательным веществам транскрипционных факторов (TFs), и членов семейства ядерных рецепторов.
A transcriptional hypothesis for the regulation of lipophagy
До недавнего времени регуляция аутофагии считалась исключительно цитозольной. Эта догма образовалась после накопления в энуклеированых клетках LC3 точек в ответ на аутофагические стимулы [22]. Однако недавние сообщения поставили под сомнение эти доказательства. Список TFs, участвующих в регуляции аутофагии продолжает расти [23]. Более того, microRNAs и эпигенетические механизмы добавили сложности к регуляции аутофагии [24].
Транскрипционная регуляция координирует сложные метаболические процессы, такие как многоступенчатые пути, наблюдаемые в клеточных органеллах [25]. У нематод
C. elegans транскрипционная регуляция аутофагии происходит одновременно с транскрипционной индукцией липолиза [26], подтверждая, что два процесса могут совместно регулироваться за счет активности TFs. У млекопитающих transcription factor EB (TFEB), белок опухолевого супрессора 53 (p53) и члены forkhead box protein class O (FOXOs) возникают как главные транскрипционные регуляторы аутофагии [23]. Важно, что эти TFs регулируются с помощью питательных веществ и уровней транскрипционных факторов, и в свою очередь, регулируют уровни экспрессии генов, участвующих в энергетическом метаболизме. Эта регуляция происходит или непосредственно или путем кооперации с членами ядерных рецепторов и семейств ко-рецепторов, которые являются главными регуляторами энергетического метаболизма и липидного катаболизма. Эти наблюдения подтверждают, что эти TFs регулируют липофагию и координируют её с др. путями липидного катаболизма.
TFEB links lipophagy to β-oxidation via nuclear receptors
Среди TFs, участвующих в аутофагии, TFEB, по-видимому, осуществляет наиболее глобальный контроль над аутофагией [27]. В самом деле, он регулирует многие ступени аутофагии, такие как биогенез аутофагосом, нахождение субстрата и лизосомная деградация, путем управления уровнями экспрессии некоторых генов аутофагии и лизосом [28].
TFEB принадлежит подсемейству microphthalmia-associated transcription factor (MITF) из basic helix-loop-helix (bHLH) TFs [29]. Сеть генов, контролируемая с помощью TFEB названа coordinated lysosomal expression and regulation (CLEAR) [30] и включает некоторые гены, с известной ролью в аутофагии и биогенезе лизосом [27, 28]. LAL находится среди мишеней для TFEB, подтверждая, что активация TFEB может способствовать лизосомной деградации липидов [28]. Функциональные исследования показывают, что TFEB индуцирует de novo биогенез аутофагосом и лизосом, энхансеров их слияния и увеличивает деградацию субстратов. Кроме того, TFEB усиливает др. лизосомные функции, такие как лизосомный экзоцитоз [31, 32].
При нормальных условиях питания TFEB сохраняется в цитозоле, тогда как во время голодания он транслоцируется в ядро и становится активным [27]. mTORC1, ключевой регулятор TFEB, фосфорилирует TFEB по консервативным остаткам серина, предупреждая его транслокацию в ядро. Ограничение пищи ингибирует mTORC1, способствуя тем самым транслокации в ядро TFEB и активации транскрипции сети генов CLEAR [33, 34, 35].
Изменения транскрипции, вызываемые избыточной экспрессией TFEB в печени, сходны с теми, что наблюдаются после голодания, подтверждая, что TFEB обеспечивает реакцию на голодание [36]. В частности, TFEB регулирует экспрессию генов, участвующих в нескольких ступенях деградации липидов, таких как внутриклеточный импорт FA через плазматическую мембрану [напр., CD36 и fatty acid binding proteins (FABPs)] и β-окисление FA в митохондриях [напр., Cpt1, carnitine acetyltransferase (Crat), acyl-CoA dehydrogenase, long chain (Acadl), acyl-CoA dehydrogenase, C-2 To C-3 short chain (Acads)] и в пероксисомах (CYP4a) [36]. Более того, TFEB контролирует экспрессию генов
PGC1α и PPARα , которые, как известно, являются главными регуляторами липидного катаболизма. В самом деле, во время голодания ядерный TFEB соединяется с промоторами PGC1α [36] и PPARα (Settembre, C. and Ballabio, A., unpublished) и повышает их экспрессию. Напротив, мыши, лишенные TFEB в печени, обнаруживают дефектную реакцию на голодание возможно из-за отсутствия у них активации PGC1α. Исследования по генетическим взаимодействиям показали, что активность TFEB зависит от присутствия PGC1α и PPARα [36], следовательно, подтверждается, что эти ядерные рецепторы участвуют в регуляции аутофагии и биогенеза лизосом. Соответственно, избыточная экспрессия PGC1α в мышцах увеличивает количество аутофагосом и лизосом [37]. Более того, избыточная экспрессия TFEB в печени мышей, лишенных важного гена аутофагии
ATG7, неспособна индуцировать липидный распад и приводит к накоплению LDs в цитозоле гепатоцитов [36], указывая, что TFEB нуждается в функциональном пути аутофагии, чтобы оказывать эффект на катаболизм липидов. Эта находка ясно показывает, что катаболизм липидов нуждается в функциональной аутофагии.
TFEB controls lipophagy in vivo
Фенотипические последствия избыточной экспрессии TFEB существенны. Мыши с избыточной экспрессией TFEB в печени тощие и обнаруживают усиленный энергетический метаболизм во всём теле и катаболизм FA. Уровни холестерола менялись несущественно у мышей с избыточной экспрессией TFEB и поэтому роль TFEB в регуляции метаболизма холестерола не была исследована. Мыши с избыточной экспрессией TFEB в печени оказались защищенными от вызываемого диетой ожирения и метаболического синдрома. Напротив, мыши, лишенные TFEB в печени обнаруживали накопление LDs в цитоплазме гепатоцитов, это согласуется с дефектами липофагии и дефектами мобилизации периферического жира после голодания [36]. Периферические органы также оказались затронутыми из-за усиления транскрипции происходящих из печени гормонов, регулирующих катаболизм липидов, таких как fibroblast growth factor (FGF)21. FGF21 непосредственно индуцируется с помощью PPARα в печени в ответ на голодание. Кроме того, он способствует потере веса, снижению в крови глюкозы и триглицеридов, увеличению чувствительности к инсулину и стимулирует липолиз в белой жировой ткани [38]. FGF21 недавно оказался сцеплен с аутофагией [39]. Ингибирование аутофагии в скелетных мышцах, как полагают, улучшает энергетический метаболизм всего тела путем активации FGF21. Как следствие дефектной аутофагии дисфункция митохондрий активирует TF ATF4, который в свою очередь повышает уровни FGF21 [39]. Хотя эти данные трудно примирить с теми, что продемонстрировали, что аутофагия поддерживает позитивную роль липидного метаболизма, они подтвердили, что существует общение на уровне транскрипции между аутофагией, липидным метаболизмом и ядерными рецепторами.
Кроме того, недавние исследования, проведенные на
C. elegans подтвердили, что TFEB может влиять на продолжительность жизни. В самом деле, мутантная линия
C. elegans, лишенная гена ортолога TFEB (HLH30) показала, что
HLH30 мутантные животные неспособны деградировать LDs во время голодания и обнаруживают пониженную продолжительность жизни [21, 40]. У червей HLH30 способствует биогенезу лизосом и аутофагии и обеспечивает лизосомный липолиз путем активации лизосомных липаз LIPL-1 и LIPL-3. Когда питательные вещества доступны, транскрипция LIPL-1 и LIPL-3 репрессируется с помощью репрессора транскрипции MLX-3. Во время голодания MAX-like protein X (MLX-3) быстро деградирует и HLH30 активируется [21]. В соответствии с тем, что, липидный метаболизм и аутофагия детерминанты продолжительности жизни
C. elegans [41], HLH30 избыточная экспрессия увеличивает продолжительность жизни
C. elegans [40]. Итак, TFEB координирует липофагию с др. путями деградации липидов в ответ на голодание (Figure 2).
Unconventional role of p53 in autophagy and lipid metabolism
p53 является белком опухолевого супрессора, который активируется в ответ на некоторые типы клеточных стрессов. Активированный p53 может вызывать арест клеточного цикла, репарацию ДНК, старение и апоптоз [42]. В последние годы стало очевидным, что активированный p53 вызывает катаболизм липидов [43]. В самом деле, p53 прямо контролирует уровни экспрессии генов, участвующих в FA β-окислении (CYP4F) и транспорте (CPT1A, CROT) [44]. Кроме того, p53 регулирует белок LIPIN1, который оказывает выраженный эффект на метаболизм липидов. LIPIN1 является фосфатазой фосфатидной кислоты, которая превращает фосфатидную кислоту в диацилглицерол. В ядре LIPIN1 функционирует как транскрипционный ко-активатор и индуцирует экспрессию PPARα [45]. Кроме того, он репрессирует транскрипционную активность sterol regulatory element-binding proteins (SREBPs), главных TFs, контролирующих биосинтез TG и холестерола, ингибируя тем самым биосинтез липидов [46]. При подавлении глюкозы p53 также способствует активности PGC1A1α [47], подтверждая, что в отсутствие глюкозы p53 может вызывать метаболический сдвиг в направлении использования липидов.
p53 является хорошо изученным транскрипционным регулятором аутофагии. Первоначально было установлено, что он индуцирует аутофагию посредством лизосомного белка DNA-damage regulated autophagy modulator 1 (DRAM1) [48]. Недавно глобальное профилирование генома показало, что p53 непосредственно регулирует экспрессию некоторых генов аутофагии, такие как ATG7, ATG4, ULK1 и UVRAG [49]. Более того, p53 контролирует транскрипционные уровни tuberous sclerosis комплекса и phosphatase and tensin homolog (PTEN) [50], которые регулируют аутофагию косвенно посредством mTORC1.
Эти наблюдения подтвердили, что p53 может участвовать в липофагии путем одновременной индукции аутофагии и окисления FA. Печеночные клетки Chang человека после воздействия oleic acid (OA), мононасыщенной FA, обнаруживают повышенные количества белков LC3II, lysosomal-associated membrane protein 1 (LAMP1), Beclin1 и ATG5 и накопление OA в лизосомах, подтверждая индукцию липофагии. После добавления OA фармакологическое ингибирование p53 с помощью pifithrin-α подавляет активацию липофагии и увеличивает маркеры клеточной токсичности [51]. Будучи предварительными эти данные подтверждают важную роль p53 в липофагии (Figure 2).
FOXOs link autophagy to energy metabolism
FOXO являются семейством TFs, которые интегрируют информацию от многих вышестоящих сигналов и делает возможным тканевой гомеостаз во время стресса [52]. FOXOs активируют катаболизм белков путем индукции двух основных белковых системы деградации белков, пути ubiquitin/proteasome и autophagic/lysosomal [53, 54].
FOXO3-индуцированная аутофагия изучалась в контексте мышечной слабости после голодания или денервации, а недавно, после истощения питательных веществ в гематопоэтических стволовых клетках [55]. После транслокации в ядро FOXO3 соединяется с промоторами нескольких генов аутофагии [54, 56], включая главный медиатор активности, способствующий аутофагии FOXO3a, BNIP3, члена семейства Bcl2/adenovirus E1B 19 kd-interacting protein (BNIP). BNIP3, посредством своего BH3 домена взаимодействует с Bcl-2, способствуя его диссоциации от Beclin1 [57]. Кроме того, BNIP3 регулирует очистку митохондрий посредством аутофагии (mitophagy) с помощью своего LC3-interacting region (LIR) [58]. FOXO3a может также индуцировать аутофагию косвенно посредством усиления активности глютамин синтазы, которая ингибирует активность mTORC1 путем увеличения клеточных уровней глютамина [59]. Кроме FOXO3, регуляция аутофагии с помощью FOXO1 оказалась связанной с прогрессированием раковых опухолей [60]. Механизм, с помощью которого FOXO1 вызывает аутофагию, менее изучен и, по-видимому, использует независимые транскрипционные механизмы. Напр., ацетилируемый в цитозоле FOXO1 соединяется и активирует белок аутофагии ATG7 [60].
FOXO белки выполняют критическую роль в регуляции энергетического механизма. Активность FOXO зависит от пути insulin/phosphatidylinositide 3-kinases (PI3K) /AKT. Фосфорилирование FOXOs с помощью AKT, a serine/threonine kinase AKT, приводит к его сохранению в цитозоле. Голодание ингибирует путь insulin/PI3K/AKT и вызывает транслокацию в ядро и активацию белков FOXO [52]. FOXOs регулируют гомеостаз глюкозы способствуя глюконеогенезу и внося вклад в способность тканей переходить с глюкозного на липидный метаболизм, когда источник топлива необходим при голодании [52, 61]. В самом деле, активированные FOXOs взаимодействуют с ядерными рецепторами, такими как PGC1α и PPARα, поддерживая тем самым индукцию глюконеогенеза, окисление FA и продукцию кетоновых тел. Очевидно, FOXOs могут непосредственно индуцировать экспрессию PGC1α [62]. Следовательно, факторы FOXO одновременно активируют аутофагию и способствуют использованию липидов. Мыши, нокаутные по специфическим печеночным FOXO1/3/4, обнаруживают печеночную жировую инфильтрацию (steatosis) и гипертриглицеридемию и обнаруживают пониженный приток аутофагов, этот печеночный фенотип может быть устранен, если активируется аутофагия за счет избыточной экспрессии гена аутофагии ATG14 [12]. Эти данные строго подтверждают мнение, что липофагия является интегральной частью FOXO-обусловленной индукции липидного метаболизма. В адипоцитах FOXO1 контролирует экспрессию LAL во время голодания [63], подтверждая, что FOXO1 может также усиливать способность лизосом деградировать TGs (Figure 2).
Рис. 2
The lysosome as a sensor for lipophagy induction
Липофагия активируется во время голодания, подтверждая, что клетки обладают механизмом, чтобы регулировать эту избирательную форму аутофагии в ответ на доступность питательных веществ или их отсутствие. Аппарат ощущения питательных веществ, запускающий липофагию в ответ на голодание, пока не охарактеризован.
Уже давно лизосомы рассматриваются как клеточные уборщики дома, особенно настроенные на удаление клеточного мусора. Однако недавние данные показали, что клетки отслеживают содержимое лизосом, чтобы получать информацию об их энергетическом статусе. В частности, клетки могут ощущать уровни в просвете лизосом AA и передавать эту информацию на цитозольную сторону [64]. Ключевым игроком этого аппарата ощущения питательных веществ является mTORC1 kinase, которая играет центральную роль в регуляции равновесия между анаболическими и катаболическими процессами [65]. mTORC1 ассоциирует с поверхностью лизосом и становится в результате активированной. Эта ассоциация обеспечивается всё увеличивающимся списком компонентов, включая лизосомные vacuolar adenosine triphosphatase (v-ATPase), Ragulator complex и RAS-related GTP-binding protein (RAG) семейство малых GTPases (RagA/B and RagC/D). AA в просвете лизосом посылают сигналы к Ragulator, который оказывает влияние guanine nucleotide exchange factor (GEF) на активность Rags. В своем состоянии загруженности GTP, Rags рекрутируют mTORC1 на поверхность лизосом, где он взаимодействует с GTP-связывающим белком Rheb и становится активным [66]. Канал протонового насоса v-ATPase переносит сигнал изнутри лизосомы на поверхность лизосомной мембраны [64]. Эти находки подтверждают, что клетка влияет на свою метаболическую судьбу, анализируя продукты, возникающие в результате лизосомного катаболизма. Когда концентрация AA снижается внутри лизосом, то mTORC1 подавляется [64]. Активный mTORC1 ингибирует PPARα, способствуя его взаимодействию с nuclear receptor co-repressor 1 (nCoR1) [67] и ингибирует TFEB посредством прямого фосфорилирования. Следовательно, в результате ингибирования mTORC1, активируются FA β-окисление и липофагия. Этот регуляторный механизм, начинающийся в просвете лизосом, может гарантировать генерацию энергии от окисления липидов, когда уровни AA становятся недостаточными (Figure 3).
Рис. 3
Т.о., лизосомы выступают как центральный регулятор клеточного метаболизма, контролирующего внутриклеточную передачу сигналов посредством mTORC1 и регуляцию посредством TFEB некоторых нижестоящих эффекторов (Figure 2). Физиологический вклад этого механизма передачи сигналов от лизосом к ядру [35] всё ещё неизвестен; однако можно представить, что нарушения этого регуляторного аппарата будут вносить вклад в возникновение обычных патологических условий, которые характеризуют процессы старения и ожирения. В самом деле, у старых и тучных мышей mTORC1, по-видимому, гиперактивирован и менее чувствителен к флюктуациям питательных веществ [67, 68]. Сообразно уровни экспрессии генов, участвующих в аутофагии и в процессе деградации липидов, подавляются [10, 69], возможно из-за значительного ингибирования PPARα и TFEB. Интересно, что исследования липидома четко показали, что старые и тучные мыши обнаруживают изменённую композицию лизосомных мембран и накопление липидов в просвете лизосом [70], это может приводить к способности аномальной лизосомной деградации т к неспособности сливаться с др. клеточными структурами [71, 72]. Накопление lipofuscin-подобного материала в лизосомах четко указывает на старение и коррелирует с клеточной дисфункцией. Поведение 'старых' лизосом сходно с таковым для лизосом, ассоциированных с LSDs. В LSD клетках накапливается холестерол в лизосомных мембранах и снижается способность лизосом сливаться с др. мембранами из-за изменений растворимых N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein (SNAP) рецепторов (SNAREs), которые являются ключевыми компонентами аппарата слияния клеточных мембран [71]. Важно оценить, функция SNARE также нарушена в клетках от старых или тучных индивидов. Такие лизосомные аномалии могут вносить вклад в изменение функции mTORC1. Гиперактивный mTORC1 может в свою очередь ингибировать биогенез лизосом и аутофагосом, ещё более способствуя внутриклеточному хранению нежелательного материала и накоплению липидов. Это неизбежно ведет к порочному кругу, который изменяет клеточный метаболизм, предрасполагая клетки к метаболической дисфункции.
Concluding remarks
During nutrient starvation lipophagy, an autophagic process delivers lipids to the lysosome for their degradation. Lysosomal degradation of lipids requires LAL, an enzyme where deficiency causes massive intracellular accumulation of lipids and Wolman disease. The mechanisms by which lipophagy is regulated are currently unknown. The increase in the mRNA level of LAL, as well as of several lysosomal and autophagic genes, observed during starvation suggests that lipophagy is a transcriptionally regulated process. Such regulation may influence the composition of newly formed lysosomes and autophagosomes in a way that allows them to adapt to the nature of the substrates that need to be targeted and degraded. This observation may be important for the identification of proteins that are selective regulators of lipophagy, such as putative lipophagy receptors.
Increasing evidence suggests that the nutrient-sensitive TFs: TFEB, p53, and members of the FOXO family, regulate lipophagy during fasting and that the nuclear receptor and co-receptor family members: PPAR? and PGC1?, link lipophagy to other pathways involved in lipid catabolism. The emerging view is that the cell coordinates lipid catabolism by transcriptionally regulating lipophagy and lipid degradation pathways that occur in different organelles.
Moreover, the signals that trigger lipophagy may start from within the lysosome. The lysosome is emerging as a sensor of cellular metabolic cues. The capacity of mTORC1 to associate to the lysosomal membrane, along with the recent observation that members of the extracellular signal-regulated kinase (ERK) pathway localize to autophagosomes [73], are both indications that the lysosomal/autophagy pathway is a critical regulator of cellular metabolism. This observation raises new important biological questions on the role of the lysosome in regulating energy metabolism and suggests that genetic and environmental factors affecting lysosomal homeostasis can influence whole-body metabolism. This concept may have a profound impact on the development of novel therapeutic strategies for a variety of human diseases, ranging from genetic disorders such as LSDs to the more common metabolic processes associated with aging and obesity. Modulation of autophagy has already been shown to ameliorate metabolic syndromes in diet- and genetic-induced preclinical models of obesity [10]. The discovery of TFEB and the modulation of lysosome-mediated cellular clearance by means of TFEB overexpression are examples of how regulation of lysosomal function may have important implications for the development of novel therapeutic strategies. This approach has already shown promising results in the treatment of preclinical models of LSDs [31, 32] and neurodegenerative disease [74]. However, more studies are needed to evaluate its effectiveness and potential side effects. Finally, drugs holding the ability to enhance lysosomal function may represent new therapies for the treatment of a variety of disease conditions.