Mechanisms of cell height changes that mediate epithelial invagination
 Development, Growth & Differentiation Volume 57, Issue 4 May 2015 Pages 313–323 | |
|---|---|
|
Epithelial invagination is a morphogenetic process that converts flat cell sheets into tubular structures and contributes to the formation of three-dimensional organs during development. Because the cells in tubular structures have smaller apical than basal surfaces, apical constriction is thought to be critical for the process of epithelial invagination. In addition, the invagination process is also accompanied by cell elongation, followed by cell shortening and basal expansion. While the mechanisms involved in apical constriction have been well-characterized, recent technical advances are just beginning to unravel the mechanisms involved in cell height control, which include cytoskeletal changes, cortical tension generation, cell adhesion, and cytoplasmic flow. Furthermore, cell height changes associated with mitosis and apoptosis have recently been shown to contribute to epithelial invagination. To develop a comprehensive understanding of epithelial invagination, it is important to elucidate the mechanisms that mediate cell shape changes and facilitate their coordination. In this review, we summarize the recent advances in this field, focusing on the mechanisms that control cell height. |
Эпителиальные ткани выстилают наружные и внутренние поверхности тела и являются основным источником формирования органов во время эмбрионального развития. Эпителиальные ткани представлены индивидуальными слипчивыми клетками, которые обладают апикально-базальной полярностью и располагаются в виде слоёв поляризованных клеток. Апикальная сторона эпителиальных клеток обычно обращена к внешнему окружению, тогда как базальная сторона покоится на базальной мембране, обращенной к внутреннему окружению, такому как подлежащая соединительная ткань. Соседние эпителиальные клетки слипаются др. с др. прежде всего посредством слипчивых (adherens) соединений, которые являются белковыми комплексами, которые сцеплены с подлежащим актиновым цитоскелетом, также как и с плотными соединениями и перегородчатыми соединениями у артропод (Furuse & Tsukita 2006; Miyoshi & Takai 2008; Yonemura 2011; Takeichi 2014). Хотя клетки тесно соединены посредством этих соединений, эпителиальные ткани являются динамичными и подвергаются характерным изменениям формы, которые связана с инвагинацией, элонгацией и разделением эпителиальных слоёв клеток (Lecuit & Lenne 2007; Guillot & Lecuit 2013; Heisenberg & Bellaiche 2013). Эпителиальные инвагинации трансформируют эпителиальные слои в трубкообразные структуры, это фундаментальный морфогенетический процесс в развитии структур трехмерных органов (Fig. 1) (Andrew & Ewald 2010; Sawyer et al. 2010).
 Figure 1. Model depicting the general sequence of events during epithelial invagination. (A) The process of epithelial pit formation. (B) The process of epithelial folding. Through both invagination processes, flat epithelial sheets became tube or cyst. (C) Typical shape changes of cells in invagination center (colored by magenta in A and B). (Left) Flat epithelial sheet before invagination. (middle) Early phase of epithelial invagination. Cells in the center of the presumptive invagination site undergo apical constriction and apical-basal elongation, resulting in thickening of epithelial tissues and the formation of the shallow pit/furrow. (Right) Later phase of epithelial invagination. Cells in the pit/furrow shorten and expand their basal surfaces forming a deep pit/furrow. Деформации многоклеточных эпителиальных тканей управляются скоординированным изменением формы индивидуальных эпителиальных клеток и также модулируются путем их взаимодействия с мезенхимными клетками. Поскольку клетки в плоских эпителиальных слоях имеют апикальную и базальную поверхности, которые почти эквивалентны по размеру, клетки в тубулярном эпителии имеют меньшую апикальную, чем базальную поверхность (Fig. 1), намекая. что апикальное сужение является ключевым механизмом, участвующим в эпителиальных инвагинациях (Lewis 1947). Апикальные сужения часто рассматриваются как активный процесс и его молекулярные механизмы прекрасно охарактеризованы. Не мышечный Myosin II является моторным белком, который сводит вместе две актиновые филаменты, приводя к генерации контрактильных сил (Lecuit et al. 2011). Напряжение, генерируемое актин-миозиновой сетью, как было установлено, облегчает апикальные сужения (Martin & Goldstein 2014). Кроме того, гистологический анализ выявил, что клетки, подвергаются изменению высоты во время эпителиальных инвагинаций (Perry & Waddington 1966; Burnside 1973; Leptin & Grunewald 1990; Sweeton et al. 1991). Хотя регуляция высоты клеток рассматривается как критическая для эпителиальных инвагинаций, её точный механизм остается неясным. Недавний прогресс техники получения изображений вживую, экспериментальных физических пертурбаций и компьютерного количественного анализа облегчает нашу способность изучения механизмов, лежащих в основе изменений формы и эпителиального морфогенеза на уровне одиночной клетки. Relationship between apical constriction, cell height and cell volume Эпителиальные клетки испытывают изменения формы, которые часто классифицируются соотношением между толщиной и высотой, и дают слущивающиеся, кубовидные или столбчатые эпителиальные клетки (Fig. 3A) (Schock & Perrimon 2002; Montell 2008). Во время инвагинации эпителия клеточные объемы в вентральной борозде эмбрионров Drosophila и в нейроэпителии позвоночных, подвергающемуся образованию складок, изменяется несущественно (Burnside 1973; Gelbart et al. 2012).
Обычно эпителиальные инвагинации начинаются с апикального сужения и удлинения клетки, приводящих к образованию утолщенного эпителия, наз. плакодами, вследствие клеточного укорочения и расширения основания, которые приводят к образованию глубоких ямок или складок (Fig. 1). Расширение основания, сопровождающее укорочение клеток, рассматривается как приводящее в результате искривлению крупных тканей (Fig. 2A-D). В простом мысленном эксперименте в условиях постоянного объема, апикальное сужение в удлиняющихся клетках вызывает лишь легкое искривление эпителиальной ткани, приводящему в неглубокой инвагинации (Fig. 2B). Напротив, когда апикально суженные клетки уменьшают свою высоту и расширяют свое основание в то же время, то апикальная инвагинация становится глубже (Fig. 2D). Если объем клеток способен к изменениям, то расширение поверхности основания при постоянной высоте клеток д. приводить к более глубокой инвагинации (Fig. 2G), чем в случае, когда и боковая и базальная поверхности увеличиваются (Fig. 2F). Важным моментом является то, что чем меньше апикально-базальное соотношение, тем глубже инвагинация в обеих ситуациях и что контроль высоты клетки безусловно играет критическую роль в трехмерном морфогенезе эпителиальных тканей.  Figure 2. Simplified model of the relationship between cell shape changes and the degree of invagination. Here, it is assumed that cell depth is fixed. (A-D) Under the cell volume conserved condition. (A) In a flat sheet, the apical and basal areas are equivalent. (B) When cells undergo apical constriction while maintaining a constant basal surface area, they elongate and induce a shallow invagination. (C) When cells undergo apical constriction while maintaining a constant height, basal expansion occurs, resulting in deeper invagination than in (B). (D) When cells undergo the same degree of apical constriction while expanding their basal surfaces and shortening, the resulting invagination is deeper than that in (C). In most cases, invagination proceeds along the path of the solid lined arrows (A-B-D). (E-G) The cell volume increased situation. (F) When an increase of cell volume results in the proportional expansion of lateral and basal areas, invagination is shallow. (G) If cells keep constant cell height and expand only basal surface, invagination becomes deeper than in (F). Degree of invagination is correlated with the apical-to-basal ratio. Microtubules in cell height control В поляризованных и удлиненных эпителиальных клетках микротрубочки часто располагаются вдоль апико-базальной оси, при этом полюс концы направлены в направлении базальной поверхности (Bartolini & Gundersen 2006). Такая поляризованная ориентация микротрубочек, как полагают, участвует в контроле высоты клетки (Burnside 1973; Picone et al. 2010). Образование нервной трубки у позвоночных является классической моделью эпителиальной инвагинации, поскольку нервная трубка является одним из первых органов, развивающемся во время эмбриогенеза и представителем эпителиального морфогенеза (Suzuki et al. 2012). Нейральные эпителиальные клетки обычно кубовидные перед образованием нервной трубки. Процесс начинается с элонгации клеток, который сопровождается уменьшением как апикальной, так и базальной поверхностей, приводя к возникновению нейральной пластинки плакоды (Burnside 1973). Во время этой фазы собираются параллельные микротрубочки вдоль апико-базальной оси. Элонгация клеток сопровождается апикальными сужениями (уменьшение апикально-базального соотношения), а скоординированные действия обоих процессов приводят к образованию нервной трубки. Если нейроэпителиальные трубки обработать ингибиторами полимеризации микротрубочек, таким как колхицин, до удлинения клеток ингибируется и клетки сохраняют кубовидную форму (Burnside 1973). Более того, когда эмбрионы обрабатываются колхицином, то не происходит закрытия нервной трубки. Недавно, белки семейства MID, которые ассоциируют с микротрубочками, оказалось играют важную роль в закрытии нервной трубки у Xenopus laevis, контролируя как удлинение клеток, так и апикальное сужение (Suzuki et al. 2010). Кроме того, Shroom 3, ключевой регулятор апикальных сужений (Haigo et al. 2003; Nishimura & Takeichi 2008), также регулирует апикально-базальное удлинение клеток путем контроля распределения γ-Tubulin (Lee et al. 2007). Эти результаты подтверждают гипотезу, что микротрубочки являются критическими для контроля высоты эпителиальных клеток во время морфогенеза.
Как микротрубочки контролируют высоту клеток всё ещё спорно. Нарушение элонгации клеток коррелирует со снижением величины апикального сужения в нервной трубке (Burnside 1973; Lee et al. 2007; Suzuki et al. 2010), указывая на то, что эти два процесса взаимосвязаны. Являются ли апикальное снижение и клеточная элонгация активными процессами, базирующимися на внутренне присущих силах, или это пассивные процессы, базирующиеся на внешних силах. Поскольку апикальное снижение часто сопровождается изменениями актомиозиновго цитоскелета непосредственно ниже апикальной поверхности, то это указывает на активный процесс. Однако, остается неясным, является ли элонгация клеток активным или пассивным процессом. Одна из возможностей заключается в том, что сила роста микротрубочек оказывает давление вдоль апикально-базальной оси (Fig. 3B), независимо от апикального сужения, зависящего от актомиозина. Во время перехода от столбчатых к слущивающимся клеткам амнио-серозы у эмбрионов мух, микротрубочки, располагавшиеся вдоль апикально-базальной оси поворачиваются и располагаются в планарной плоскости, указывая тем самым, что ориентация микротрубочек связана с направлением элонгации клеток (Pope & Harris 2008).
 Figure 3. Changes in epithelial cell height. (A) Epithelial cells undergo shape changes that result in altered ratios of the apical and basal areas to cell height (length along the apical-basal axis). Cell shortening, accompanied by apical and basal surface enlargement, induces a squamous phenotype, while cell lengthening, accompanied by apical and basal surface reduction, results in a columnar phenotype. Here, it is assumed that cell volume is conserved. (B) Microtubule involvement in cell elongation. In cuboidal cells, microtubules assume a random orientation, while in columnar cells, they are aligned along the apical-basal axis. Microtubule polymerization, or sliding movements, along the length of the cell may cause cell elongation by exerting pressure on the apical and basal cortexes. (C) Epithelial cell shape changes mediated by the spatial regulation of cortical myosin activity. When myosin activity is more prevalent at the lateral membranes than at apical and basal surfaces, the cells tend to shorten and assume a squamous shape. In contrast, when myosin activity is more prevalent at the apical and basal surfaces than at the lateral membrane, cells tend to lengthen. (D) Modulation of adhesive forces at the lateral membrane. The reduction in adhesive forces at lateral membranes results in a squamous phenotype, while the increase in these forces at lateral membranes results in a columnar phenotype. Хотя модель, что взаимодействие между кончиками микротрубочек и кортексом клетки управляет удлинением края клетки может объяснить удлинение клетки, но нет прямых доказательств, что выпячивания микротрубочек непосредственно генерируют силы для удлинения эпителиальных клеток (эта модель может быть также объяснена механизмом, с помощью которого это взаимодействие увеличивает доставку новых материалов, необходимых для локального роста) (Picone et al. 2010). Др. возможность зависимого от микротрубочек удлинения эпителиальных клеток заключается в том, что микротрубочки регулируют внутриклеточный транспорт факторов, которые необходимы для апикального сужения и что клетки пассивно удлиняются в результате активного апикального сужения по принципу сохранения объема. В нейроэпителиальных клетках эмбрионов Xenopus, нокдаун xMID вызывает неспособность как апикального сужения, так и элонгации клеток и нарушает как микротрубочек, так и апикального актина структуры (Suzuki et al. 2010). Кроме того, эти клетки обнаруживают нарушение локализации адгезивных молекул и компонентов внеклеточного матрикса (ECM), приводя к потере полярности. Микротрубочки необходимы для поляризованной локализации многих факторов, включая RhoA (Nakaya et al. 2008), RhoGEF (Rogers et al. 2004), Myosin II (Corrigall et al. 2007), регуляторов полярности (Siegrist & Doe 2007) и адгезивных молекул (Harris & Peifer 2007; Meng et al. 2008). Во время инвагинации слюнных желез у Drosophila, микротрубочки отсоединяются от центросом и подвергаются динамическим перестройкам (Booth et al. 2014). Разрушение микротрубочек или нарушение экспрессии белка Shot, который имеет домены для связывания как актина, так и микротрубочек, ингибирует накопление актомиозина в середине апикальной поверхности. Как упоминалось, апикальное сужение д. косвенно вызывать удлинение клетки в результате пассивной консервации объема. Во время гаструляции у Drosophila апикальное сужение генерирует ток цитоплазмы от апикальной части к базальной, приводя к элонгации клеток (He et al. 2014). Итак, эти результаты подтверждают, что нарушения микротрубочек косвенно влияют на элонгацию клеток, нарушая апикальное сужение и целостность клетки. Однако, поскольку апикальное сужение и элонгация клеток неразделимы в экспериментальных условиях, то участие микротрубочек в контроле высоты клеток в этих системах нуждается в дополнительном прояснении. Две возможности не являются взаимно исключающими, так что микротрубочки д. контролировать высоту клеток путем координации генерации направленных сил, мембранного трафика и контроля актомиозиновой сократимости.
Напротив, когда эмбрионы Xenopus подвергаются действию ингибиторов микротрубочек, то bottle клетки, которые образуются во время гаструляции, обнаруживают нарушения апикального сужения, но сохраняют нормальную элонгацию клеток, указывая, что апикальное сужение и элонгация клеток контролируются независимо и что микротрубочки несущественны для элонгации (Lee & Harland 2007). Во время инвагинации хрусталиковой плакоды у мышей shroom 3 нокаутные клетки обнаруживают дефекты апикального сужения и элонгации, как и в случае дефектов shroom 3 нокаута на нейральный эпителий (Plageman et al. 2010). Однако, RhoA мутантные плакодные клетки меньше сужены апикально, но более длинные, чем контрольные клетки, тогда как Rac мутантные клетки более апикально сужены и более короткие, чем контрольные клетки (Chauhan et al. 2011). Оба типа мутантных клеток не обнаруживают изменений области базальной поверхности. Изменения объема клеток могут объяснить некоторые из этих фенотипических отклонений, которые показывают, что дополнительные, не охарактеризованные механизмы, участвующие в регуляции объема м. участвовать и в контроле высоты клеток. Spatio-temporal regulation of acto-myosin contractility Помимо своей роли в апикальных сужениях, Myosin II доставляется и на боковые поверхности мембраны, где он способствует укорочению клеток. Клетки имагинальных дисков личинок мух удлиняются и впоследствии формируют псевдо-стратифицированные структуры во время развития. Передача сигналов Decapentaplegic (Dpp) играет ключевую роль в процессе удлинения клеток, поскольку клоны клеток с нарушением передачи сигналов Dpp более короткие, чем окружающие контрольные клетки, они образуют кисто-подобные структуры и выдавливаются из клеточного слоя (Gibson & Perrimon 2005; Shen & Dahmann 2005). Передача сигналов Dpp регулирует расположение Myosin II's путем изменения субклеточного распределения активированной Rho1 GTPase. В Dpp мутантных клетках Myosin II концентрируется на боковых частях мембраны и связан с укорочением клеток (Widmann & Dahmann 2009), подтверждая, что передача сигналов Dpp не позволяет Myosin II накапливаться на боковых частях мембраны, что делает возможной удлинение клеток. Т.о., соотношение распределения Myosin II на апикальных и базальных частях и на боковых поверхностях мембраны определяет форму клеток (Fig. 3C).
Во время гаструляции эмбрионов асцидий энтодерма подвергается двухступенчатому процессу (Sherrard et al. 2010). Во время ступени 1, Myosin II локализуется в апикальной части мембраны и индуцирует апикальное сужение, а во время ступени 2, Myosin II перемещается в базолатеральную часть мембраны, где он способствует укорочению клетки и углублению инвагинации энтодермы. Миозином-обеспечиваемое сокращение регулируется с помощью фосфорилирования myosin regulatory light chain (MRLC) с помощью киназ, таких как Rho-ассоциированная киназа и киназа легкой цепи миозина (MLC) (Amano et al. 1996; Matsumura 2005), а Myosin II-обеспечиваемое сокращением может быть отслежено по локализации фосфорилированной MRLC. Моно-фосфорилированная (Ser19) MRLC строго концентрируется на апикальной части мембраны во время ступени 1 и перемещается в базальную и латеральную части мембраны во время ступени 2. Дважды фосфорилированная (Ser19 и Thr18) MRLC накапливается в виде апикального кольца по окружности во время обеих ступеней и может быть ответственна за предотвращение апикального расширения. Эти результаты показывают, что пространственно-временная регуляция фосфорилирования миозина важна для контроля точности измененний формы клеток во время инвагинации энтодермы.
Хотя локальное клеточное увеличение контрактильности предоставляет значительные силы, необходимые для эпителиального морфогенеза, локальное расслабление клеточного кортекса также вносит вклад в этот процесс. Во время развития заднего мозга рыбок данио эпителиальная реляксация, указывающая на снижение уровней Myosin II, необходима для расширения объема желудочков (Gutzman & Sive 2010). Кроме того, во время спонтанного образования глазного бокала, происходящий их эмбриональных стволовых клеток нейральный ретинальный эпителий, теряет активный миозин с апикальной поверхности (Eiraku et al. 2011). Это делает нейральный ретинальный эпителий более гибким (Eiraku et al. 2012). Напротив, во время образования внутренней слуховой плакоды, накопление Myosin II активно разрушает актиновый цитоскелет на базальной поверхности, приводя к расслаблению и экспансии базальной поверхности (Sai & Ladher 2008). Т.о., увеличение Myosin II может быть скоррелировано с потерей натяжения. Эти результаты также подтверждают, что не только локальное увеличение, но и локальное снижение сократимости актомиозина может изменять баланс между апикальной, латеральной и базальной частями мембраны и приводить к изменению формы, а также к деформации эпителиальной ткани. Cell-cell adhesion at the lateral membrane and cell-ECM adhesion at the basal surface В местах соприкосновения клеток контрактильные силы служат противовесом силам межклеточной адгезии. Следовательно, помимо контрактильных свойств регуляция адгезивных сил в местах взаимодействия клеток буде влиять на форму клеток. Напр., увеличение межклеточной адгезии вдоль латеральных частей мембраны противодействует контрактильности и приводит к удлинению эпителиальных клеток (Fig. 3D). В соответствии с этой идеей адгезивные молекулы экспрессируются на более высоких уровнях в столбчатых клетках, чем в слущивающихся клетках (Melani et al. 2008), а снижение адгезивных молекул приводит к чешуйчатой форме (Gomez et al. 2012). Было предположено, что снижение адгезивности внутри локального региона эпителиального слоя может вызывать его инвагинацию (Ettensohn 1985). Недавнее теоретическое исследование подтвердило, что увеличение адгезии между боковыми поверхностями клеток д. приводить к удлинению клеток, тогда как её уменьшение д. вызывать уплощение клеток (Hannezo et al. 2014). Однако, отсутствуют сообщения, демонстрирующие, что модуляции сил межклеточной адгезии влияют на инвагинацию эпителия in vivo. Сходным образом, повышенная адгезия клеток с ВКМ на базальной поверхности, как полагают, способствует расширению основания и управляет инвагинацией эпителия. Недавно установлено, что интегрины регулируют апикальные сужения посредством стабилизации микротрубочек во время морфогенеза глазных имагинальных дисков Drosophila (Fernandes et al. 2014), указывая, что ВКМ, микротрубочки и апикальный актомиозин выполняют механистически родственные роли в этом процессе. Cytoplasmic flow Помимо хорошо изученной модели образования складок эпителия при образовании вентральной борозды во время гаструляции эмбрионов Drosophila. В этом процессе клетки подвергаются элонгации и апикальным сужениям, сопрвождаемым укорочением клеток и расширением основания, это приводит эпителиальный слой к прогибанию (Leptin & Grunewald 1990; Sweeton et al. 1991). Механизм апикального сужения в этой системе хорошо охарактеризован; Myosin II накапливается в медиальном регионе апикальной поверхности пульсирующим способом под контролем передачи сигналов Rho GTPase и actin-myosin контрактильных сил, приводя к апикальному сужению (Martin et al. 2009; Mason et al. 2013; Vasquez et al. 2014). Сообщалось, что апикальное сужение генерирует цитоплазматический ток, который приводит к апикально-базальной элонгации клетки (Fig. 4A) (He et al. 2014). Скорость апикального сужения коррелирует со скоростью цитоплазматического тока и удлинением клетки, тогда как базально-латеральная часть мембраны не играет роли в генерации тока, указывая тем самым, что удлинение клеток это пассивный процесс, управляемый цитоплазматическим током.
 Figure 4. Examples of cell height control in epithelial invagination. (A) Cytoplasmic flow-mediated cell lengthening. In ventral furrow formation, central cells undergo active apical constriction (orange arrows in center) mediated by myosin accumulation at their apical surfaces (magenta). The force produced by apical constriction generates an apical to basal-directed cytoplasmic flow that promotes cell elongation. Subsequently, cells shorten and expand their basal areas (orange arrows in right-most diagram), resulting in the formation of deep folds; however, the molecular mechanisms underlying these cell shape changes remain to be determined. (B) Mitotic cell rounding-mediated acceleration of invagination. (Center) Fly tracheal placodes establish supracellular myosin cables (magenta) that encircle the invagination center, resulting in the generation of centripetal pressure and passive apical constriction of the central cells. Initially, the central interphase cells appear to resist the pressure (blue arrows). Then, one of the central cells undergoes mitotic rounding. (Right) The combination of cell shortening (orange arrows) and cell rounding reduces the resistance, and the centripetal pressure causes buckling of the epithelial sheet light blue, adherens junctions. После апикального сужения и удлинения клеток, клетки подвергаются укорочению и расширению поверхности основания. Хотя укорочение клеток рассматривается как критическое для образования глубоких инвагинаций (Costa et al. 1993), лежащий в основе механизм остается неизвестным. Безусловно, мутантны Drosophila, обладающие дефектами образования базо-латеральной части мембраны всё ещё могут инициировать апикальное сужение и генерировать цитоплазматический ток, но не могут осуществить глубокие инвагинации. Эти находки подтверждают, что дополнительные, неизвестные клеточные механизмы участвуют в укорочении клеток или расширении основания (He et al. 2014).
Хотя молекулярные и клеточные механизмы укорочения клеток или расширения основания остаются неизвестными, эти механизмы были исследованы с помощью компьютерного анализа. In silico воспроизведение образования вентральной борозды, базирующееся на математической vertex модели, которая часто используется для механической симуляции эпителиального морфогенеза (Honda et al. 2004; Fletcher et al. 2014), показало, что активное укорочение клеток может индуцировать глубокую эпителиальную инвагинацию (Conte et al. 2009). Было установлено, что активное достоверное натяжение наблюдается вдоль боковых краев презумптивных мезодермальных клеток, особенно во время клеточного укорочения (Brodland et al. 2010). Более того, биомеханический анализ подтвердил, что силы укорочение мезодермальных клеток являются первичной причиной образования борозды и строго влияют на глубину борозды (Conte et al. 2012). Хотя увеличение натяжения боковой части мембраны может быть существенным для активного укорочения, не наблюдается накопления Myosin вдоль боковой части мембраны мезодермальных клеток, подтверждая, что др. молекулярные процессы могут лежать в основе активного укорочения. Напротив, компьютерное моделирование с учетом гидродинамических сил, предсказывает, что увеличение апикального натяжения может индуцировать достаточный цитоплазматический поток, чтобы объяснить клеточные фенотипические изменения, ассоциированные с инвагинацией эпителия (Pouille & Farge 2008). Др. vertex модель показывает, что поддержание постоянного объема достаточно, чтобы генерировать инвагинации, как пассивную реакцию на апикальные сужения, если это скомбинировано с регион-специфичной эластичностью мембран, окружающих индивидуальные клетки (Polyakov et al. 2014). Снижение базальной ригидности может вызывать укорочение клеток и образование глубоких борозд в комбинации с активным апикальным сужением, консервацией объема и предположением существования эластичного мембранного кортекса. Этот результат согласуется с тем фактом, что суммарное количество базального миозина исчезает до начала фазы укорочения (Polyakov et al. 2014). Это компьютерное моделирование подтверждает, что апикальное сужение единственный активный процесс и что удлинение клетки, укорочение клетки и расширение основания могут быть пассивными деформациями в результате цитоплазматического тока, регион-специфической эластичности и консервации объема. Mitotic cell rounding Мы рассматривали изменения формы интерфазных эпителиальных клеток во время морфогенеза; однако, митотические клетки подвергаются драматическим изменениям формы клеток (Porter et al. 1973). После вступления в митоз столбчатые эпителиальные клетки укорачиваются и принимают сферическую форму, при этом ремоделируется актомиозиновый кортекс (Carreno et al. 2008; Kunda et al. 2008; Meyer et al. 2011). Сила митотического округления генерируется за счет повышения гидростатического давления, которое удерживается в сбалансированном состоянии с помощью контрактильных сил актомиозинового кортекса (Stewart et al. 2011), позволяя митотическим клеткам расширяться и подвергаться делению при определенных условиях (Lancaster et al. 2013). После конденсации хромосом микротрубочки перестраиваются в веретено, а актомиозиновая сеть продолжает организовываться, чтобы сформировать контрактильное кольцо для цитокинеза. Поскольку различные изменения цитоскелета, которым подвергаются клетки во время эпителиального морфогенеза и митоза, два взаимоисключающих процесса. Фактически во время образования вентральной борозды, вступления в митоз клеток мезодермальных предшественников специфически подвляется с помощью присутствующего Cdc25 ингибитора, Tribble (Grosshans & Wieschaus 2000; Mata et al. 2000; Seher & Leptin 2000). У tribble мутантов возникают преждевременные митозы во время гаструляции, что приводит к дефектам инвагинации. При образовании нервной трубки Ciona окружающие эпидермальные клетки удлиняют G2 фазу клеточного цикла, во время которой происходит закрытие нервной трубки (Ogura et al. 2011). Генетические манипуляции приводят к преждевременным делениям клеток, нарушая закрытие нервной трубки, подтверждая, что тканевой морфогенез нуждается в супрессии митозов.
Недавно было показано, что округление митотических клеток играет активную роль в инвагинации трахеальных плакод (Fig. 4B) (Kondo & Hayashi 2013). Трахеи Drosophila это сеть из эпителиальных трубочек, которые позволяют проходить воздуху по телу (Ghabrial et al. 2003). Морфогенез трахей инициируется с инвагинации 10 пар плакод, соответствующих каждому из торакальных и абдоминальных сегментов. Каждая инвагинация двухступенчатый процесс. На первой ступени плакоды трахей накапливают актомиозин в виде надклеточного, окружающего паттерна, это приводит к упорядоченной интеркаляции клеток и генерации центростремительного давления в направлении проспективного центра инвагинации, где центрально расположенные апикально суженные клетки образуют мелкую трахейную ямку (Nishimura et al. 2007). Первоначально клетки в центре препятствуют прогрессии инвагинации, оказывая сопротивление центростремительному давлению. Физические пертурбации этих клеток с помощью пульсового УФЛ лазера снижают их противостояние и возникает временное преждевременное апикальное вдавление, подтверждая, что центростремительное давление облегчает пассивное апикальное сужение центральных клеток (Kondo & Hayashi 2013). Во время второй ступени центральные клетки вступают в митоз и подвергаются округлению, приводя к быстрому апикальному вдавлению. Использование фармакологических ингибиторов микротрубочек и генетического ингибирования вступления в митоз показало, что округление клеток, но не клеточное деление, является важным для этого процесса (Kondo & Hayashi 2013). Т.о., округление центральных столбчатых клеток снижает имеющееся центростремительное давление в плакоде, приводя к быстрому прогибу эпителиального слоя.
Контрастирующие роли в округлении митотических клеток при инвагинации трахейных плакод и др. типов морфогенеза тканей подтверждают, что разные механизмы вносят вклад в инвагинацию эпителия. В трахейных плакодах центральные клетки пассивно сужаются, приводя к частичной инвагинации, но необходимо округление митотических клеток для завершения этого процесса (Kondo & Hayashi 2013). Инвагинация, осуществляемая с помощью окружностных надклеточных миозиновых кабелей, наблюдается также при формировании тубулярных придатков яйцевой оболочки у Drosophila (Osterfield et al. 2013). При др. типах морфогенеза тканей, таких как образование вентральной борозды у Drosophila, эпителиальные клетки активно сокращают свою апикальную поверхность посредством клеточно автономных актомиозином обеспечиваемых механизмов (Fig. 4A) (Martin et al. 2009), а вступление в митоз, которое способствует перестройке цитоскелета всей клетки, разрушает структурные изменения апикальной поверхности, препятствуя инвагинации. Apoptotic forces также вносит вклад в инвагинацию эпителия. Апоптические эпителиальные клетки подвергаются сжатию апикальной поверхности и отделяются от эпителиального слоя, оставляя его интактным. Однако, выталкивание апоптических клеток, как было установлено, ускоряет дорсальное закрытие у эмбрионов мух (Toyama et al. 2008), и апоптоз также вносит вклад в образование эпителиальных складок во время сегментации конечностей мух (Manj?n et al. 2007). Апоптические клетки накапливают актомиозин вдоль своей апикально-базальной оси, это ведет к втягиванию апикальной поверхности внутрь, вызывая образование временного вдавления апикальной поверхности (Monier et al. 2015). Одновременно окружающие клетки вытягиваются в направлении апоптических клеток и начинают накапливать актомиозин на своей апикальной поверхности, приводя к апикальному сужению и увеличению тканевого напряжения на апикальной стороне. Хотя апико-базальные силы, проявляемые одиночными апоптическими клетками, невелики, совокупные эффекты сил, возникающие от нескольких апоптических клеток, концентрируются в борозде сегментации, чтобы создать силу достаточной величины, чтобы индуцировать образование эпителиальной складки окружающими клетками.
Perspectives Recent studies indicate that multiple cell shape change mechanisms are frequently used in combination during epithelial invagination. In tracheal placode invagination, the generation of centripetal pressure and mitotic cell rounding synergistically drive invagination under normal conditions (Kondo & Hayashi 2013). However, in mutants that lack the centripetal pressure, mitosis is sufficient to trigger a partial invagination. Furthermore, a fibroblast growth factor (FGF) ligand that attracts tracheal cells also induces invagination, even when both centripetal pressure and mitotic cell rounding are blocked (Kondo & Hayashi 2013). These findings suggest that three independent mechanisms are involved in initiating tracheal invagination. How do each of these qualitatively distinct mechanisms trigger tracheal placode invagination? Centripetal pressure formation and FGF-induced migratory responses are unique to the tracheal placode, while mitosis occurs in all epidermal cells. Nevertheless, only tracheal placodes are induced to invaginate in response to mitotic rounding. One explanation is that the tracheal epithelium is preprogrammed to undergo invagination but requires a destabilizing force. Mitotic rounding, centripetal pressure, or other physical cues may destabilize the epithelial sheet architecture, leading to invagination and tube formation. A similar explanation may apply to fly leg segmentation, where apoptosis exerts a unique influence on tissue folding (Monier et al. 2015).
Although apical constriction and cell height control are common across the various invagination processes, studies discussed in this review demonstrated that various mechanisms control cell shapes to drive epithelial invagination. Furthermore, additional mechanisms may also be involved. For example, adherens junction shifting toward the basal surface can initiate epithelial folding during dorsal closure in the fly embryo (Wang et al. 2012). Similar to cell shortening, the adherens junction positional changes appear to induce epithelial sheet buckling, resulting in epithelial invagination. Although cell volume is usually conserved during epithelial morphogenesis, changes in cell proliferation, size, and volume over long periods of time (hours to days) may also play roles in tissue morphogenesis.
In addition to the epithelia-intrinsic activity, surrounding environments can contribute to invagination. Non-neural ectoderm associated with the isolated neural epithelium of Xenopus was found to contribute to neural folding (Burnside 1973; Morita et al. 2012). Computer simulations of fly gastrulation suggested that the eggshell and pressure from the internal yolk are critical for epithelial invagination (Rauzi et al. 2013). Extracellular matrix could also generate the pressure to keep elongated cell shape in Drosophila imaginal discs (Pastor-Pareja & Xu 2011). In the case of follicle cells in Drosophila ovaries, the balance between the pressure from the growing germline cell, the apical tensile force and the lateral adhesion force would determine the shape of follicle cells (Wang & Riechmann 2007; Kolahi et al. 2009; Gomez et al. 2012). Axis formation in mouse embryos after implantation requires embryonic interaction with the placenta (Hiramatsu et al. 2013). Further analyses of various morphogenetic events using both in vivo and in silico approaches are required to increase our understanding of the mechanisms associated with epithelial morphogenesis, and to determine how different cellular behaviors and environments are coordinated to achieve embryogenesis.
|