THE FLOOR PLATE: MULTIPLE CELLS, MULTIPLE SIGNALS
1 Centre for Developmental and Biomedical Genetics, Department of Biomedical Science, University of Sheffield, Sheffield S10 2TN, UK.2 National Institute for Medical Research, The Ridgeway, Mill Hill, London NW7 1AA, UK.m.placzek@sheffield.ac.uk
Nature Reviews Neuroscience V. 6. №3. Р.230-240 (2005) Перевод И.Г. Лильп (lilp@mail.ru) | |
|
BONE MORPHOGENETIC PROTEINS (BMPs)
Многофункциональный секретируемый белок суперсемейства трансформирующего фактора роста β на ранних стадиях развития эмбриона, участвует в дорсо-вентральном паттернировании . CIS-ACTING REGULATORY ELEMENTS – регуляторные генетические элементы, локализованные в той же ДНК молекуле, где и регулируемый ген. EPIBLAST –наружный слой бластулы, дающий начало эктодерме после гаструляции. GASTRULATION – процесс, посредством которого эмбрион приобретает трехслойную структуру и состоит из эктодермы, мезодермы и эндодермы. MORPHANT TECHNOLOGY (Morphant мето)– метод для подавления генной экспрессии с использованием антисмысловых олигонуклеотидов при котором блокируется трансляция со специфичных mRNAs. NODE (первичный узелок) – важный организующий центр на стадии первичной полоски эмбриона, регулирующий паттернирование. Известен как узелок Гензена у куриного эмбриона и как организатор Шпемана у лягушек. NOTOCHORD – структура мезодермального происхождения у эмбрионов позвоночных. Происходит из узелка и участвует в дифференцировке соседствующих с ней тканей, включая вентральную нервную трубку. OPTIC CHIASM (зрительный перекрест) – точка пересечения (в основании переднего мозга), волокон из двух зрительных стебельков, которые проецируются на противоположные стороны мозга. PROSOMERES (просомеры) – шесть подотделов, составляющих эмбриональный передний мозг и определяющиеся по специфическому паттернированию генной экспрессии. Просомеры 1-2 составляют задний промежуточный мозг каудальнее ZLI, просомеры 3-6 составляют передний промежуточный и конечный мозг, включая гипоталамус. RECEPTOR TYROSINE KINASE – любые из семейства трансмембранных рецепторов, внутриклеточные домены которых катализируют фосфорилирование посредством АТФ специфичных тирозиновых остатков на их белковых мишенях. ROSTROCAUDAL AXIS (RC axis) – на ранних стадиях развития нервная трубка представляет собой прямую структуру с четкими передним и задним концами. При образовании головного изгиба большая часть передней нервной трубки делает изгиб. С этого момента развития переднее-задняя (anteroposterior - АР) ось становится RC осью с передним мозгом, представляющим наиболее ростральную точку. WNT PROTEINS – семейство высококонсервативных секретируемых сигнальных молекул, регулирующих межклеточное взаимодействие во время эмбриогенеза. Wnt белки связываются вблизи клеточной поверхности с рецепторами семейства Frizzled. ZONA LIMITANS INTRATHALAMICA (ZLI) – эмбриональная структура, детерминирующая ограничение между дорсальным и вентральным таламусом (зрительным бугром).  (Рис.1.) | Heterogeneity in floor plate cells.  (Рис.2.) | Origin and ontogeny of floor plate cells.  (Рис.3.) | Transcriptional regulation of sonic hedgehog in the mouse.  (Рис.4.) | Models for Nodal action in floor plate induction. 1. Jessell, T. M. & Dodd, J. Floor plate-derived signals and the control of neural cell pattern in vertebrates. Harvey Lect. 86, 87-128 (1990).
2. Kingsbury, B. F. The developmental significance of the floor plate of the brain and spinal cord. J. Comp. Neurol. 50, 177-207 (1930).
A review of the early floor plate literature, focusing, in part, on the AP extent of floor plate cells.
3. Kingsbury, B. F. The extent of the floor plate of His and its significance. J. Comp. Neurol. 32, 113-135 (1920).
4. His, W. Zur Geschichte des Gehirns, sowie der centralen und peripherischen Nervenbahnen beim menschlichen embryo. Abd. d. math. phys. Kl. d. Konigl. Sachsischen Gesellschaft d. Wiss 14, 341-392 (1888).
5. Ericson, J., Briscoe, J., Rashbass, P., van Heyningen, V. & Jessell, T. M. Graded sonic hedgehog signaling and the specification of cell fate in the ventral neural tube. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 62, 451-466 (1997).
6. Patten, I. & Placzek, M. The role of Sonic hedgehog in neural tube patterning. Cell. Mol. Life Sci. 57, 1695-1708 (2000).
7. Lewis, K. E. & Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Prog. Neurobiol. 69, 419-449 (2003).
8. Marti, E., Bumcrot, D. A., Takada, R. & McMahon, A. P. Requirement of 19K form of Sonic hedgehog for induction of distinct ventral cell types in CNS explants. Nature 375, 322-325 (1995).
Neural explants were exposed to recombinant SHH, and high concentrations of SHH were found to induce floor plate tissue. The inducing activity was shown to reside in a highly conserved 19K amino (N)-terminal peptide.
9. Kessaris, N., Pringle, N. & Richardson, W. D. Ventral neurogenesis and the neuron-glial switch. Neuron 31, 677-680 (2001).
10. Briscoe, J. & Ericson, J. The specification of neuronal identity by graded sonic hedgehog signalling. Sem. Cell Dev. Biol. 10, 353-362 (1999).
11. Colamarino, S. A. & Tessier-Lavigne, M. The role of the floor plate in axon guidance. Annu. Rev. Neurosci. 18, 497-529 (1995).
12. Charron, F., Stein, E., Jeong, J., McMahon, A. P. & Tessier-Lavigne, M. The morphogen sonic hedgehog is an axonal chemoattractant that collaborates with netrin-1 in midline axon guidance. Cell 113, 11-23 (2003).
13. Salinas, P. C. The morphogen sonic hedgehog collaborates with netrin-1 to guide axons in the spinal cord. Trends Neurosci. 26, 641-643 (2003).
14. Liu, A., Majumdar, A., Schauerte, H. E., Haffter, P. & Drummond, I. A. Zebrafish wnt4b expression in the floor plate is altered in sonic hedgehog and gli-2 mutants. Mech. Dev. 91, 409-413 (2000).
15. McGrew, L. L., Otte, A. P. & Moon, R. T. Analysis of Xwnt-4 in embryos of Xenopus laevis: a Wnt family member expressed in the brain and floor plate. Development 115, 463-473 (1992).
16. Lyuksyutova, A. I. et al. Anterior-posterior guidance of commissural axons by Wnt-frizzled signaling. Science 302, 1984-1988 (2003).
17. Dale, K. et al. Differential patterning of ventral midline cells by axial mesoderm is regulated by BMP7 and chordin. Development 126, 397-408 (1999).
18. Furuta, Y., Piston, D. W. & Hogan, B. L. Bone morphogenetic proteins (BMPs) as regulators of dorsal forebrain development. Development 124, 2203-2212 (1997).
19. Placzek, M. The role of the notochord and floor plate in inductive interactions. Curr. Opin. Genet. Dev. 5, 499-506 (1995).
20. Sasaki, H. & Hogan, B. L. Enhancer analysis of the mouse HNF-3 gene: regulatory elements for node/notochord and floor plate are independent and consist of multiple sub-elements. Genes Cells 1, 59-72 (1996).
21. Ruiz i Altaba, A., Jessell, T. M. & Roelink, H. Restrictions to floor plate induction by hedgehog and winged-helix genes in the neural tube of frog embryos. Mol. Cell. Neurosci. 6, 106-121 (1995).
22. Jeong, Y. & Epstein, D. J. Distinct regulators of Shh transcription in the floor plate and notochord indicate separate origins for these tissues in the mouse node. Development 130, 3891-3902 (2003).
The cis-acting sequences that regulate the SHH floor plate enhancer SFPE2 were characterized in this study. The highly conserved binding sites that match the consensus for homeodomain, FOXA and FOXH1 transcription factors were identified. Mutational analysis revealed that the HD and FOXA-binding sites are both required for activation of the SHH floor plate enhancer, but that the FOXH1-binding site is not required. In addition, mutational analysis revealed that a T-box-binding site normally mediates Shh suppression in p4/p5. This study also provides evidence that the floor plate and notochord arise from distinct precursors in the mouse node.
23. Rastegar, S. et al. A floor plate enhancer of the zebrafish netrin1 gene requires Cyclops (Nodal) signalling and the winged helix transcription factor FoxA2. Dev. Biol. 252, 1-14 (2002).
This study demonstrates a role for FoxA2 in zebrafish floor plate differentiation. Analysis of FoxA2 morphant embryos shows that expression of floor plate markers is substantially reduced in the posterior neuraxis, but is unaffected in the ventral forebrain.
24. Epstein, D. J., McMahon, A. P. & Joyner, A. L. Regionalization of Sonic hedgehog transcription along the anteroposterior axis of the mouse central nervous system is regulated by Hnf3-dependent and -independent mechanisms. Development 126, 281-292 (1999).
This study identified three enhancers that direct Shh expression to distinct regions along the AP axis. Analysis of regulatory sequences indicated that FOXA2-dependent and -independent mechanisms direct Shh expression in the floor plate.
25. Strahle, U., Blader, P. & Ingham, P. W. Expression of axial and sonic hedgehog in wildtype and midline defective zebrafish embryos. Int. J. Dev. Biol. 40, 929-940 (1996).
26. Charrier, J. B., Lapointe, F., Le Douarin, N. M. & Teillet, M. A. Dual origin of the floor plate in the avian embryo. Development 129, 4785-4796 (2002).
27. Marti, E., Takada, R., Bumcrot, D. A., Sasaki, H. & McMahon, A. P. Distribution of Sonic hedgehog peptides in the developing chick and mouse embryo. Development 121, 2537-2547 (1995).
28. Odenthal, J., van Eeden, F. J., Haffter, P., Ingham, P. W. & Nusslein-Volhard, C. Two distinct cell populations in the floor plate of the zebrafish are induced by different pathways. Dev. Biol. 219, 350-363 (2000).
29. Strahle, U., Lam, C. S., Ertzer, R. & Rastegar, S. Vertebrate floor-plate specification: variations on common themes. Trends Genet. 20, 155-162 (2004).
30. Jessell, T. M., Bovolenta, P., Placzek, M., Tessier-Lavigne, M. & Dodd, J. Polarity and patterning in the neural tube: the origin and function of the floor plate. Ciba Found. Symp. 144, 255-276 (1989).
31. Wilson, S. W. & Houart, C. Early steps in the development of the forebrain. Dev. Cell 6, 167-181 (2004).
32. Rubenstein, J. L., Shimamura, K., Martinez, S. & Puelles, L. Regionalization of the prosencephalic neural plate. Annu. Rev. Neurosci. 21, 445-477 (1998).
33. Krauss, S., Concordet, J. P. & Ingham, P. W. A functionally conserved homolog of the Drosophila segment polarity gene hh is expressed in tissues with polarizing activity in zebrafish embryos. Cell 75, 1431-1444 (1993).
This paper reports the cloning of the zebrafish shh gene. Ectopic expression of Shh in normal embryos provides evidence for a role for Shh in floor plate induction.
34. Roelink, H. et al. Floor plate and motor neuron induction by vhh-1, a vertebrate homolog of hedgehog expressed by the notochord. Cell 76, 761-775 (1994).
Evidence that SHH can directly induce floor plate cells is described in this article. The N-terminal product of SHH, SHH-N, was shown to induce floor plate cells in explants of neural plate in vitro.
35. Ruiz i Altaba, A., Placzek, M., Baldassare, M., Dodd, J. & Jessell, T. M. Early stages of notochord and floor plate development in the chick embryo defined by normal and induced expression of HNF-3 . Dev. Biol. 170, 299-313 (1995).
36. Ruiz i Altaba, A., Prezioso, V. R., Darnell, J. E. & Jessell, T. M. Sequential expression of HNF-3 and HNF-3 by embryonic organizing centers: the dorsal lip/node, notochord and floor plate. Mech. Dev. 44, 91-108 (1993).
37. Echelard, Y. et al. Sonic hedgehog, a member of a family of putative signaling molecules, is implicated in the regulation of CNS polarity. Cell 75, 1417-1430 (1993).
This article reports the identification of mouse homologues of the Drosophila melanogaster hh gene, including Shh. It demonstrates that Shh is expressed in the notochord and floor plate and that ectopic expression activates floor plate genes.
38. Riddle, R. D., Johnson, R. L., Laufer, E. & Tabin, C. Sonic hedgehog mediates the polarizing activity of the ZPA. Cell 75, 1401-1416 (1993).
39. Schier, A. F., Neuhauss, S. C., Helde, K. A., Talbot, W. S. & Driever, W. The one-eyed pinhead gene functions in mesoderm and endoderm formation in zebrafish and interacts with no tail. Development 124, 327-342 (1997).
Analysis of combinatorial zebrafish mutant embryos indicates a differential genetic requirement for the differentiation of floor plate cells along the AP axis. In addition, this study indicates a role for prechordal mesoderm in floor plate formation in zebrafish.
40. Strahle, U., Fischer, N. & Blader, P. Expression and regulation of a netrin homologue in the zebrafish embryo. Mech. Dev. 62, 147-160 (1997).
41. Altman, J. & Bayer, S. A. The development of the rat spinal cord. Adv. Anat. Embryol. Cell Biol. 85, 1-164 (1984).
42. Kennedy, T. E., Serafini, T., de la Torre, J. R. & Tessier-Lavigne, M. Netrins are diffusible chemotropic factors for commissural axons in the embryonic spinal cord. Cell 78, 425-435 (1994).
43. MacLennan, A. J. et al. Immunohistochemical localization of netrin-1 in the embryonic chick nervous system. J. Neurosci. 17, 5466-5479 (1997)
44. Serafini, T. et al. The netrins define a family of axon outgrowth-promoting proteins homologous to C. elegans UNC-6. Cell 78, 409-424 (1994).
45. Ang, S. L. & Rossant, J. HNF-3 is essential for node and notochord formation in mouse development. Cell 78, 561-574 (1994).
46. Weinstein, D. C. et al. The winged-helix transcription factor HNF-3 is required for notochord development in the mouse embryo. Cell 78, 575-588 (1994).
47. Dodd, J., Jessell, T. M. & Placzek, M. The when and where of floor plate induction. Science 282, 1654-1657 (1998).
48. Placzek, M., Dodd, J. & Jessell, T. M. Discussion point. The case for floor plate induction by the notochord. Curr. Opin. Neurobiol. 10, 15-22 (2000) .
49. Smith, J. L. & Schoenwolf, G. C. Notochordal induction of cell wedging in the chick neural plate and its role in neural tube formation. J. Exp. Zool. 250, 49-62 (1989).
50. Yamada, T., Placzek, M., Tanaka, H., Dodd, J. & Jessell, T. M. Control of cell pattern in the developing nervous system: polarizing activity of the floor plate and notochord. Cell 64, 635-647 (1991).
51. van Straaten, H. W., Hekking, J. W., Wiertz-Hoessels, E. J., Thors, F. & Drukker, J. Effect of the notochord on the differentiation of a floor plate area in the neural tube of the chick embryo. Anat. Embryol. (Berl.) 177, 317-324 (1988).
52. Placzek, M., Tessier-Lavigne, M., Yamada, T., Jessell, T. & Dodd, J. Mesodermal control of neural cell identity: floor plate induction by the notochord. Science 250, 985-988 (1990).
53. Baker, R. C. The early development of the ventral part of the neural plate of Amblystoma. J. Comp. Neurol. 44, 1-28 (1927).
54. Streeter G. L. in Human Embryology. Vol. 2 (eds Keibel, F. & Mall, F. P.) 1-156 (1911)
55. Johnston, J. B. The morphology of the forebrain vesicle in vertebrates. J. Comp. Neurol. 29, 457-539 (1909).
56. Patten, I., Kulesa, P., Shen, M. M., Fraser, S. & Placzek, M. Distinct modes of floor plate induction in the chick embryo. Development 130, 4809-4821 (2003).
Real-time fate mapping analysis in chick embryos shows that cells in area a and Hensen's node do not mix, that area a cells largely populate the anterior ventral midline and that they are induced by prechordal mesoderm.
57. Strahle, U., Blader, P., Henrique, D. & Ingham, P. W. Axial, a zebrafish gene expressed along the developing body axis, shows altered expression in cyclops mutant embryos. Genes Dev. 7, 1436-1446 (1993)
58. Chapman, S., Schubert, F., Schoenwolf, G. & Lumsden, A. Analysis of spatial and temporal gene expression patterns in blastula and gastrula stage chick embryos. Dev. Biol. 245, 187-199 (2002).
59. Shen, M. M., Wang, H. & Leder, P. A differential display strategy identifies Cryptic, a novel EGF-related gene expressed in the axial and lateral mesoderm during mouse gastrulation. Development 124, 429-442 (1997).
60. Mahmood, R., Kiefer, P., Guthrie, S., Dickson, C. & Mason, I. Multiple roles for FGF-3 during cranial neural development in the chicken. Development 121, 1399-1410 (1995).
61. Ding, J. et al. Cripto is required for correct orientation of the anterior-posterior axis in the mouse embryo. Nature 395, 702-707 (1998).
62. Colas, J. F. & Schoenwolf, G. C. Subtractive hybridization identifies chick-cripto, a novel EGF-CFC ortholog expressed during gastrulation, neurulation and early cardiogenesis. Gene 255, 205-217 (2000).
63. Karabagli, H., Karabagli, P., Ladher, R. K. & Schoenwolf, G. C. Comparison of the expression patterns of several fibroblast growth factors during chick gastrulation and neurulation. Anat. Embryol. 205, 365-370 (2002).
64. Vesque, C. et al. Development of chick axial mesoderm: specification of prechordal mesoderm by anterior endoderm-derived TGF family signalling. Development 127, 2795-2809 (2000).
65. Katsube, K. et al. The expression of chicken NOV, a member of the CCN gene family, in early stage development. Gene Expr. Patterns 1, 61-65 (2001).
66. Ruiz, J. C. & Robertson, E. J. The expression of the receptor-protein tyrosine kinase gene, eck, is highly restricted during early mouse development. Mech. Dev. 46, 87-100 (1994).
67. Hynes, M. et al. Induction of midbrain dopaminergic neurons by Sonic hedgehog. Neuron 15, 35-44 (1995).
68. Hynes, M., Poulsen, K., Tessier-Lavigne, M. & Rosenthal, A. Control of neuronal diversity by the floor plate: contact-mediated induction of midbrain dopaminergic neurons. Cell 80, 95-101 (1995).
69. Roussa, E. & Krieglstein, K. Induction and specification of midbrain dopaminergic cells: focus on SHH, FGF8, and TGF- . Cell Tissue Res. 318, 23-33 (2004).
70. Yulis, C. R. & Munoz, R. I. Vertebrate floor plate transiently expresses a compound recognized by antisera raised against subcommissural organ secretion. Microsc. Res. Tech. 52, 608-614 (2001).
71. del Brio, M. A., Riera, P., Munoz, R. I., Montecinos, H. & Rodriguez, E. M. The metencephalic floor plate of chick embryos expresses two secretory glycoproteins homologous with the two glycoproteins secreted by the subcommissural organ. Histochem. Cell Biol. 113, 415-426 (2000).
72. Schoenwolf, G. C. & Sheard, P. Fate mapping the avian epiblast with focal injections of a fluorescent-histochemical marker: ectodermal derivatives. J. Exp. Zool. 255, 323-339 (1990).
Fate mapping reveals that area a cells contribute to the floor plate of the early embryo and extend into the forebrain.
73. Garcia, M. V., Alvarez, I. S. & Schoenwolf, G. C. Locations of the ectodermal and nonectodermal subdivisions of the epiblast at stages 3 and 4 of avian gastrulation and neurulation. J. Exp. Zool. 267, 431-446 (1993).
74. Selleck, M. A. J. & Stern, C. D. Fate mapping and cell lineage analysis of Hensen's node in the chick embryo. Development 112, 615-626 (1991).
75. Schoenwolf, G. C., Bortier, H. & Vakaet, L. Fate mapping the avian neural plate with quail/chick chimeras: origin of prospective median wedge cells. J. Exp. Zool. 249, 271-278 (1989).
Analysis of chick-quail chimaeras reveals that floor plate cells derive from area a — a region of epiblast just anterior to Hensen's node.
76. Le Douarin, N. M. & Halpern, M. E. Discussion point. Origin and specification of the neural tube floor plate: insights from the chick and zebrafish. Curr. Opin. Neurobiol. 10, 23-30 (2000).
77. van Straaten, H. W. & Hekking, J. W. Development of floor plate, neurons and axonal outgrowth pattern in the early spinal cord of the notochord-deficient chick embryo. Anat. Embryol. (Berl.) 184, 55-63 (1991).
78. Placzek, M., Jessell, T. M. & Dodd, J. Induction of floor plate differentiation by contact-dependent, homeogenetic signals. Development 117, 205-218 (1993).
79. Muller, F. et al. Intronic enhancers control expression of zebrafish sonic hedgehog in floor plate and notochord. Development 126, 2103-2116 (1999)
80. Kapsimali, M., Caneparo, L., Houart, C. & Wilson, S. W. Inhibition of Wnt/Axin/ -catenin pathway activity promotes ventral CNS midline tissue to adopt hypothalamic rather than floorplate identity. Development 131, 5923-5933 (2004).
A study of the development of a hypothalamic ventral midline cell group that differentiates in the anterior forebrain around p3-p5. The analyses reveal that Wnt antagonists promote a p3-p5 hypothalamic floor plate fate, as opposed to a posterior floor plate fate.
81. Etheridge, L. A., Wu, T., Liang, J. O., Ekker, S. C. & Halpern, M. E. Floor plate develops upon depletion of tiggy-winkle and sonic hedgehog. Genesis 30, 164-169 (2001).
82. Tian, J. et al. A temperature-sensitive mutation in the nodal-related gene cyclops reveals that the floor plate is induced during gastrulation in zebrafish. Development 130, 3331-3342 (2003).
Abrogation of Cyc/Nodal signalling in zebrafish embryos at various stages using a temperature-sensitive mutant indicates that the floor plate in zebrafish is induced during gastrulation. In addition, continuous Cyc signalling is required throughout gastrulation to produce a complete ventral neural tube throughout the length of the neuraxis.
83. Odenthal, J. et al. Mutations affecting the formation of the notochord in the zebrafish, Danio rerio. Development 123, 103-115 (1996).
84. Halpern, M. E. et al. Cell-autonomous shift from axial to paraxial mesodermal development in zebrafish floating head mutants. Development 121, 4257-4264 (1995).
85. Halpern, M. E. et al. Genetic interactions in zebrafish midline development. Dev. Biol. 187, 154-170 (1997).
86. Talbot, W. S. et al. A homeobox gene essential for zebrafish notochord development. Nature 378, 150-157 (1995).
87. Beattie, C. E. et al. Temporal separation in the specification of primary and secondary motoneurons in zebrafish. Dev. Biol. 187, 171-182 (1997).
88. Hatta, K., Kimmel, C. B., Ho, R. K. & Walker, C. The cyclops mutation blocks specification of the floor plate of the zebrafish central nervous system. Nature 350, 339-341 (1991).
The first report that development of the floor plate fails in zebrafish embryos that bear the newly discovered zygotic lethal cyclops (nodal) mutation, cyc1(b16).
89. Zhang, J., Talbot, W. S. & Schier, A. F. Positional cloning identifies zebrafish one-eyed pinhead as a permissive EGF-related ligand required during gastrulation. Cell 92, 241-251 (1998)
90. Strahle, U. et al. one-eyed pinhead is required for development of the ventral midline of the zebrafish (Danio rerio) neural tube. Genes Funct. 1, 131-148 (1997).
91. Sirotkin, H. I., Gates, M. A., Kelly, P. D., Schier, A. F. & Talbot, W. S. Fast1 is required for the development of dorsal axial structures in zebrafish. Curr. Biol. 10, 1051-1054 (2000).
92. Pogoda, H. M., Solnica-Krezel, L., Driever, W. & Meyer, D. The zebrafish forkhead transcription factor FoxH1/Fast1 is a modulator of Nodal signaling required for organizer formation. Curr. Biol. 10, 1041-1049 (2000).
93. Sampath, K. et al. Induction of the zebrafish ventral brain and floorplate requires cyclops/nodal signalling. Nature 395, 185-189 (1998).
94. Matise, M. P., Epstein, D. J., Park, H. L., Platt, K. A. & Joyner, A. L. Gli2 is required for induction of floor plate and adjacent cells, but not most ventral neurons in the mouse central nervous system. Development 125, 2759-2770 (1998).
Analysis of a mouse that is mutant for the Gli2 gene, which codes for a crucial downstream component on the SHH signalling pathway, reveals that SHH signalling is required for the induction of floor plate cells from the spinal cord up to the midbrain/forebrain junction. These studies also show that GLI2 function is not required for the expression of FOXA1 and SHH in the more anterior forebrain. Motor neurons and ventral interneurons form in the mutant mouse).
95. Ding, Q. et al. Diminished Sonic hedgehog signaling and lack of floor plate differentiation in Gli2 mutant mice. Development 125, 2533-2543 (1998).
Similar to reference 94, these analyses show that GLI2 function is crucial for the development of floor plate cells that differentiate up to the midbrain, but is not required for the expression of FOXA1 and SHH in the forebrain. These analyses also reveal that motor neurons can differentiate in the absence of a floor plate, although note that the notochord stays in unusually close proximity to the ventral neural tube in Gli2 mutant mice.
96. Motoyama, J. et al. Differential requirement for Gli2 and Gli3 in ventral neural cell fate specification. Dev. Biol. 259, 150-161 (2003).
97. Chu, G. C., Dunn, N. R., Anderson, D. C., Oxburgh, L. & Robertson, E. J. Differential requirements for Smad4 in TGF -dependent patterning of the early mouse embryo. Development 131, 3501-3512 (2004).
98. Kiecker, C. & Niehrs, C. The role of prechordal mesendoderm in neural patterning. Curr. Opin. Neurobiol. 11, 27-33 (2001).
99. Jin, O., Harpal, K., Ang, S. L. & Rossant, J. Otx2 and HNF3 genetically interact in anterior patterning. Int. J. Dev. Biol. 45, 357-365 (2001).
100.Lowe, L. A., Yamada, S. & Kuehn, M. R. Genetic dissection of nodal function in patterning the mouse embryo. Development 128, 1831-1843 (2001).
101. Varlet, I., Collignon, J., Norris, D. P. & Robertson, E. J. Nodal signaling and axis formation in the mouse. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 62, 105-113 (1997).
102. Catala, M., Teillet, M. A., De Robertis, E. M. & Le Douarin, M. L. A spinal cord fate map in the avian embryo: while regressing, Hensen's node lays down the notochord and floor plate thus joining the spinal cord lateral walls. Development 122, 2599-2610 (1996).
103. Le Douarin, N. M. Teillet, M. A. & Catala, M. Neurulation in amniote vertebrates: a novel view deduced from the use of quail-chick chimeras. Int. J. Dev. Biol. 42, 909-916 (1998).
104. Teillet, M. A., Lapointe, F. & Le Douarin, N. M. The relationships between notochord and floor plate in vertebrate development revisited. Proc. Natl Acad. Sci. USA 95, 11733-11738 (1998).
Chick-quail chimaeras were used to follow the descendants of cells in the chordoneural hinge, a region of the embryo that links the regressing node and the forming notochord. The results provided evidence that some floor plate cells derive from the chordoneural hinge, resulting in the suggestion that floor plate cells are not induced by notochord, but are instead predetermined.
105. Artinger, K. B. & Bronner-Fraser, M. Delayed formation of the floor plate after ablation of the avian notochord. Neuron 11, 1147-1161 (1993).
106. Chiang, C. et al. Cyclopia and defective axial patterning in mice lacking Sonic hedgehog gene function. Nature 383, 407-413 (1996).
107. Wijgerde, M., McMahon, J. A., Rule, M. & McMahon, A. P. A direct requirement for Hedgehog signalling for normal specification of all ventral progenitor domains in the presumptive mammalian spinal cord. Genes Dev. 16, 2849-2864 (2002).
The genetic removal of SMO, an obligate transducer of HH signalling, in mouse embryos reveals that HH signalling is required for floor plate specification.
108. Incardona, J. P., Gaffield, W., Kapur, R. P. & Roelink, H. The teratogenic Veratrum alkaloid cyclopamine inhibits sonic hedgehog signal transduction. Development 125, 3553-3562 (1998).
Evidence that in the chick, as in the mouse, SHH signalling is required for floor plate specification.
109. Goodrich, L. V., Milenkovic, L., Higgins, K. M. & Scott, M. P. Altered neural cell fates and medulloblastoma in mouse patched mutants. Science 277, 1109-1113 (1997).
110. Park, H. L. et al. Mouse Gli1 mutants are viable but have defects in SHH signaling in combination with a Gli2 mutation. Development 127, 1593-1605 (2000).
111. Sasaki, H., Nishizaki, Y., Hui, C., Nakafuku, M. & Kondoh, H. Regulation of Gli2 and Gli3 activities by an amino-terminal repression domain: implication of Gli2 and Gli3 as primary mediators of Shh signaling. Development 126, 3915-3924 (1999).
112. Sasaki, H., Hui, C., Nakafuku, M. & Kondoh, H. A binding site for Gli proteins is essential for HNF-3 floor plate enhancer activity in transgenics and can respond to Shh in vitro. Development 124, 1313-1322 (1997).
113. Bai, C. B., Stephen, D. & Joyner, A. L. All mouse ventral spinal cord patterning by hedgehog is Gli dependent and involves an activator function of Gli3. Dev. Cell 6, 103-115 (2004).
114. Roelink, H. et al. Floor plate and motor neuron induction by different concentrations of the amino-terminal cleavage product of sonic hedgehog autoproteolysis. Cell 81, 445-455 (1995).
115. Dale, J. K. et al. Cooperation of BMP7 and SHH in the induction of forebrain ventral midline cells by prechordal mesoderm. Cell 90, 257-269 (1997).
116. Hynes, M. et al. The seven-transmembrane receptor smoothened cell-autonomously induces multiple ventral cell types. Nature Neurosci. 1, 41-46 (2000).
117. Schauerte, H. E. et al. Sonic hedgehog is not required for the induction of medial floor plate cells in the zebrafish. Development 125, 2983-2993 (1998).
118. Lewis, K. E. & Eisen, J. S. Hedgehog signaling is required for primary motoneuron induction in zebrafish. Development 128, 3485-3495 (2001).
119. Chen, W., Burgess, S. & Hopkins, N. Analysis of the zebrafish smoothened mutant reveals conserved and divergent functions of hedgehog activity. Development 128, 2385-2396 (2001).
120. Varga, Z. M. et al. Zebrafish smoothened functions in ventral neural tube specification and axon tract formation. Development 128, 3497-3509 (2001).
121. Nakano, Y. et al. Inactivation of dispatched 1 by the chameleon mutation disrupts Hedgehog signalling in the zebrafish embryo. Dev. Biol. 269, 381-392 (2004).
122. Karlstrom, R. O. et al. Genetic analysis of zebrafish gli1 and gli2 reveals divergent requirements for gli genes in vertebrate development. Development 130, 1549-1564 (2003).
Analyses of zebrafish gli1 and gli2 mutants and morphants reveal divergent requirements for Gli1 and Gli2 in mouse and zebrafish. In addition, these studies indicate that depletion of Hh signalling does not completely eliminate Gli1 expression in zebrafish.
123. Hatta, K. Role of the floor plate in axonal patterning in the zebrafish CNS. Neuron 9, 629-642 (1992).
124. Rebagliati, M. R., Toyama, R., Haffter, P. & Dawid, I. B. cyclops encodes a nodal-related factor involved in midline signaling. Proc. Natl Acad. Sci. USA 95, 9932-9937 (1998).
125. Mathieu, J., Barth, A., Rosa, F. M., Wilson, S. W. & Peyrieras, N. Distinct and cooperative roles for Nodal and Hedgehog signals during hypothalamic development. Development 129, 3055-3065 (2002).
In zebrafish, maternal and zygotic removal of oep shows that Nodal signalling is required cell-autonomously for the differentiation of a set of forebrain (hypothalamic) ventral midline cells.
126. Shinya, M., Furutani-Seiki, M., Kuroiwa, A. & Takeda, H. Mosaic analysis with oep mutant reveals a repressive interaction between floor-plate and non-floor-plate mutant cells in the zebrafish neural tube. Dev. Growth Differ. 41, 135-142 (1999).
127. Muller, F. et al. Direct action of the nodal-related signal cyclops in induction of sonic hedgehog in the ventral midline of the CNS. Development 127, 3889-3897 (2000).
128. Labbe, E., Silvestri, C., Hoodless, P. A., Wrana, J. L. & Attisano, L. Smad2 and Smad3 positively and negatively regulate TGF -dependent transcription through the forkhead DNA-binding protein FAST2. Mol. Cell 2, 109-120 (1998).
129. Albert, S. et al. Cyclops-independent floor plate differentiation in zebrafish embryos. Dev. Dyn. 226, 59-66 (2003).
One-day-old cyc mutant zebrafish embryos lack a floor plate, but in the hindbrain and spinal cord, floor plate cells are restored on embryonic day 2. This late differentiation depends on an intact Hh signalling pathway.
130. Norton, W. H. et al. Monorail/Foxa2 regulates floor plate differentiation and specification of oligodendrocytes, serotonergic raphe neurones and cranial motoneurones. Development 132, 645-658 (2005).
131. Heyer, J. et al. Postgastrulation Smad2-deficient embryos show defects in embryo turning and anterior morphogenesis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 96, 12595-12600 (1999).
132. Nomura, M. & Li, E. Smad2 role in mesoderm formation, left-right patterning and craniofacial development. Nature 393, 786-790 (1998).
133. Amacher, S. L., Draper, B. W., Summers, B. R. & Kimmel, C. B. The zebrafish T-box genes no tail and spadetail are required for development of trunk and tail mesoderm and medial floor plate. Development 129, 3311-3323 (2002).
134. Woo, K. & Fraser, S. E. Order and coherence in the fate map of the zebrafish nervous system. Development 121, 2595-2609 (1995).
135. Hynes, M. et al. Control of cell pattern in the neural tube by the zinc finge transcription factor and oncogene Gli-1. Neuron 19, 15-26 (1997).
136. Sasaki, H. & Hogan, B. L. HNF-3 as a regulator of floor plate development. Cell 76, 103-115 (1994).
137. Litingtung, Y. & Chiang, C. Control of Shh activity and signaling in the neural tube. Dev. Dyn. 219, 143-154 (2000).
138. Lee, J., Platt, K. A., Censullo, P. & Ruiz i Altaba, A. Gli1 is a target of Sonic hedgehog that induces ventral neural tube development. Development 124, 2537-2552 (1997).
139. McMahon, J. A. et al. Noggin-mediated antagonism of BMP signaling is required for growth and patterning of the neural tube and somite. Genes Dev. 12, 1438-1452 (1998).
140. Patten, I. & Placzek, M. Opponent activities of Shh and BMP signaling during floor plate induction in vivo. Curr. Biol. 12, 47-52 (2002).
141. Liem, K. F., Jessell, T. M. & Briscoe, J. Regulation of the neural patterning activity of sonic hedgehog by secreted BMP inhibitors expressed by notochord and somites. Development 127, 4855-4866 (2000).
142. Jacob, J. & Briscoe, J. Gli proteins and the control of spinal-cord patterning. EMBO Rep. 4, 761-765 (2003).
143. Liu, F., Massague, J. & Ruiz i Altaba, A. Carboxy-terminally truncated Gli3 proteins associate with Smads. Nature Genet. 20, 325-326 (1998).
144. Yeo, C. & Whitman, M. Nodal signals to Smads through Cripto-dependent and Cripto-independent mechanisms. Mol. Cell 7, 949-957 (2001).
145. Pinheiro, P., Gering, M. & Patient, R. The basic helix-loop-helix transcription factor, Tal2, marks the lateral floor plate of the spinal cord in zebrafish. Gene Expr. Patterns 4 85-92 (2004).
146. Schafer, M. et al. Hedgehog and retinoid signalling confines nkx2.2b expression to the lateral floor plate of the zebrafish trunk. Mech. Dev. 122, 43-56 (2005).
147. Barth, K. A. & Wilson, S. W. Expression of zebrafish nk2.2 is influenced by sonic hedgehog/vertebrate hedgehog-1 and demarcates a zone of neuronal differentiation in the embyronic forebrain. Development 121, 1755-1768 (1995).
148. Yuan, S. & Schoenwolf, G. C. de novo induction of the organiser and formation of the primitive streak in an experimental model of notochord reconstitution in avian embryos. Development 125, 201-213 (1998).
| Одним из ключевых организаторов в ЦНС является пластинка дна – группа клеток, отвечающих за «инструктаж» нервных клеток при их детерминации. Эта группа клеток играет важную роль в формировании и развитии нейронных сетей, обязательных для функционирования головного и спинного мозга. В последние годы появилось множество противоречащих друг другу гипотез, касающихся механизмов формирования клеток пластинки дна. В обзоре представлены доказательства, свидетельствующие о том, что дискретные популяции клеток пластинки дна с характерными молекулярными признаками формируются в разных областях нейрооси (neuroaxis). Обсуждаются данные о вариабельности способов индукции пластинки дна вдоль переднее-задней (antero-posterior – АР) оси.
У развивающегося эмбриона особые группы клеток функционируют как организаторы смежных тканей. Одним из таких организующих центров является пластинка дна (floor plate) – небольшая группа клеток, локализованных в вентральной части средней линии нервной трубки, оказывающая существенное влияние на развитие нервной системы позвоночных. Исследования специализированных структурных признаков пластинки дна и ее потенциальной роли в развитии билатеральной симметрии головного и спинного мозга ведутся уже более ста лет. Одной из первых работ в этой области было исследование знаменитого немецкого эмбриолога, члена-корреспондента Петербургской Академии Наук Вильгельма Гиса (1831-1904), опубликованное им еще в 1888 году: (His, W. Zur Geschichte des Gehirns, sowie der centralen und peripherischen Nervenbahnen beim menschlichen embryo. Abd. d. math. phys. Kl. d. Konigl. Sachsischen Gesellschaft d. Wiss 14, 341?392. 1888) (2-4).
Но лишь спустя почти сто лет был выявлен и идентифицирован паттерн активности этого эмбрионального организатора. Описано две основных функции пластинки дна. 1) Клетки ее определяют спецификацию нейрональной и глиальной идентичности посредством секреции гликопротеина sonic hedgehog (SHH). 2) Они же направляют траектории роста аксонов с участием того же SHH и netrin 1 (11-13).
Другие секретирующие молекулы, включая членов семейств WNT и BONE MORPHOGENETIC PROTEINS (BMPs), также экспрессируются в клетках пластинки дна как дополнительные сигнальные молекулы, свойственные этой клеточной группе (14-18).
Пластинку дна изначально идентифицировали по морфологическим признакам, однако в последние годы для этой цели широко используются молекулярные маркеры. Обнаруженные пространственно-временные особенности экспрессии этих маркеров свидетельствуют о неоднородности клеточных популяций, составляющих пластинку дна. Вдоль медио-латеральной оси к настоящему времени выявлено две популяции клеток пластинки дна. Клетки медиальной части пластинки дна расположены в вентральной средней линии нервной трубки и экспрессируют SHH, netrin 1 и forkhead box A2 ( FOXA2) – winged helix transcription factor, регулирующий экспрессию SHH и netrin 1 (20-24). Рядом с этими клетками находятся клетки латеральной пластинки дна, экспрессирующие эти три фактора в сочетании с другими молекулярными маркерами (7, 25-29) (РИС.1а). Имеются доказательства, что у эмбрионов цыплят, мышей и рыб полосатых данио клеточная гетерогенность пластинки дна не ограничивается медиолатеральной осью. То есть клетки пластинки дна различаются и вдоль передне-задней оси (anteroposterior axis - AP), которая на более поздних стадиях развития становится росто-каудальной осью (rostrocaudal axis –RC) (см. словарь). В обзоре рассматривается вопрос о различиях пластинки дна вдоль переднее-задней оси эмбриона, а также некоторые достаточно противоречивые данные об эмбриональном происхождении пластинки дна и индуктивных механизмах, контролирующих ее развитие. Разногласия в области исследования пластинки дна Общепринято считать, что клетки медиальной пластинки дна занимают наиболее медиальное положение в вентральной нервной трубке и распространяются в спинной, задний, средний мозг и заднюю часть промежуточного мозга. Их распространение в переднюю часть промежуточного мозга ограничено ZONA LIMITANS INTRATHALAMICA (ZLI) (РИС,1b, с) (30-32), что доказано многочисленными наблюдениями. Показано, что клетки, занимающие указанные области, на ранних стадиях эмбриогенеза экспрессируют SHH, netrin1 и FOXA2. Экспрессия SHH и netrin 1 продолжается и на более поздних стадиях эмбриогенеза. Клетки имеют характерную клиновидную форму, полупрозрачны и у них четко выражена апико-базальная полярность (2-4, 17, 27, 33-46). У многих видов антериальное ограничение нотохорды находится примерно вблизи ZLI и множество экспериментов свидетельствует о простой модели образования пластинки дна, согласно которой клетки пластинки дна дифференцируются из нейроэпителиальных клеток, занимающих положение в вентральной средней линии, а «судьба» пластинки дна определяется сигналами из подлежащих клеток нотохорды. Это основная предпосылка классической модели индукции пластинки дна.(19, 47-52) За все годы исследований появилось три основные модели природы клеток пластинки дна, имеющих между собой существенные различия. Прежде всего, подвергалась сомнению распространение и однотипность природы клеток пластинки дна вдоль АР оси. Во-вторых, имелись противоречия, касающиеся способа индукции пластинки дна. В некоторых работах высказывалось предположение, что нотохорда не играет никакой роли в их индукции, а предетерминированные клетки пластинки дна появляются в первичном узелке (node) и инсертируются в среднюю линию нервной трубки. Неопределенность касалась и сигнальных путей, ведущих к индукции медиальной пластинки дна. Каковы же доказательства, приведшие к столь различным представлениям о природе этой группы клеток и смогут ли современные исследования объяснить столь несопоставимые предложенные модели дифференцировки клеток пластинки дна? Особенности клеток пластинки дна вдоль АР оси Как далеко клетки пластинки дна распространяются вдоль АР оси и каковы доказательства того, что эти клетки составляют однородную популяцию, а не представляют собой дискретные клеточные популяции в различных участках вдоль АР оси? Персистирующая экспрессия SHH и netrin 1 вдоль вентральной средней линии нервной системы от заднего нервного ствола (posterior spinal cord ) до промежуточного мозга (diencephalon) не являются веским доказательством гетерогенности клеточных популяций вдоль вентральной средней линии АР оси. Однако доказательства гетерогенности клеток по АР оси получены. Об этом свидетельствуют, прежде всего, молекулярные и морфологические особенности клеток пластинки дна вдоль AP/RC оси. Во вторых, это доказывается разным эмбриональным происхождением пластинки дна и ее онтогенез на разных АР уровнях. И, наконец, оказалось, что в детерминацию пластинки дна на разных АР уровнях вовлечены разные индуктивные процессы. Все это дает надежду, что в скором времени признаки пластинки дна вдоль АР оси будут идентифицированы. Морфологическое и молекулярное разнообразие. В ранних работах указывалось на клеточное разнообразие пластинки дна вдоль АР оси. В.Гис, предложивший термин «пластинка дна» ('boden-platte'), описал ее как дискретную осевую группу клеток, расположенных в средней линии нервной пластинки, распознаваемых по полупрозрачности, эпендимальным (глия-подобным) характеристикам и явным отсутствием нейрональных предшественников или дифференцированных нейронов (3,4). В то же время было очевидно, что гистологические признаки пластинки дна различаются вдоль AP/RC оси. В средней части эпендимально-подобные клетки пластинки дна перемешивались с нейробластами и дифференцированными нейронами (3), а в переднем мозге эпендимальная пластинка дна была менее прозрачной, чем в спинном мозге. Значительные споры возникали по поводу распространенности клеток пластинки дна вдоль нервного ствола, а наиболее ростральная часть пластинки дна по разному позиционировалась на mesencephalic–metencephalic границе, mesencephalic–diencephalic границе, tuberal области гипоталамуса и в зрительном перекресте (optic chiasm) (55). Современные молекулярные исследования показали, почему идентификация наиболее антериально расположенной пластинки дна оказалась столь трудной, и подтвердили представления о существовании различий клеток этой структуры вдоль AP/RС оси. У цыпленка, полосатого данио и Xenopus laevis маркеры пластинки дна, включая SHH, не только экспрессировались в соответствующих клетках пластинки дна, но и периодически определялись в полупрозрачных эпендимо-подобных клетках пластинки, которые распространялись за ZLI через передний промежуточный мозг и были ограничены около преоптической области (preoptic areа) (РИС.1b-d) (17, 21, 25, 33, 56,57). У мышей также обнаружены эти клетки, но их типичные 'floor plate-like' признаки не выражены столь отчетливо (22). Такие транзиторные 'floor plate-like' клетки в передней нейрооси в дальнейшем подразделяются и SHH-экспрессирующие клетки в преоптической области и в вентральной средней линии просомеров (prosomeres) 4 и 5 имеют уникальные и типичные молекулярные характеристики (РИС.1b-f). Так, в раннем эмбриогенезе 'floor plate-like' клетки распространяются намного раньше, чем их можно было бы распознать традиционными методами, хотя у эмбриона на более поздних стадиях развития они уже имеют характерные и хорошо выраженные признаки, по которым их можно отличить от клеток задней части пластинки дна. Такое разнообразие АР молекулярных характеристик клеток медиальной пластинки дна ни в коем случае не ограничивается этими транзиторными антериальными диэнцефалическими популяциями. Некоторые сигнальные компоненты, включая членов семейств фактора роста фибробластов (FGF), BMP и эпидермального фактора роста (epidermal growth factor-cripto-FRL-cryptic – EGF-CFC) имеют ограниченную экспрессию в клетках пластинки дна, распространяющуюся из области будущего переднего промежуточного мозга в задний мозг. Но эти факторы не определяются в клетках пластинки дна, расположенных в задней нейрооси (17,18, 58-63)(РИС.1 b, c). Будущая пластинка дна обладает уникальными свойствами – в ней экспрессируется транскрипционный фактор goosecoid GSC (64), сигнальный фактор nephroblastoma overexpressed gene (NOV) и RECEPTOR TYROSINE KINASE ephrin receptor A2 (ECK) . На более поздних стадиях эмбриогенеза клетки пластинки дна в среднем мозге также отличаются от клеток других регионов нервного ствола. Во-первых, среди этих клеток встречаются tyrosine hydroxylase-экспрессирующие дофаминергические нейроны. Исследования in vitro показали, что пластинка дна влияет на индукцию этих факторов (67-69). Во-вторых, клетки пластинки дна среднего мозга экспрессируют секреторные продукты, которые обычно ассоциируются с субкомиссуральным органом, эпендимальной железой мозга (ependymal brain gland), секретирующей гликопротеины, поддерживающие открытый водопровод (70,71). Таким образом, кроме характерных молекулярных признаков, клетки пластинки дна среднего мозга имеют и уникальные функциональные признаки. Все это увеличивает вероятность того, что клетки пластинки дна в заднем промежуточном, среднем, заднем и спинном мозге имеют разную конечную судьбу и/или различные сигнальные свойства и, следовательно, влияют на паттернирование расположенного рядом нейроэпителия разным способом. Происхождение и онтогенез клеток пластинки дна Недавние исследования на курином эмбрионе доказали неоднородность популяций клеток медиальной пластинки дна. Было показано, что вдоль оси эти клетки появляются из дискретного клеточного пула. Time-lapse анализ на стадии гаструлы куриного эмбриона показал, что предшествующая клеточная популяция в области ЭПИБЛАСТА (epiblast), названная “ area a” (72, 73) и пул предшественников в первичном узелке существуют как отдельные, не смешивающиеся между собой клеточные группы (РИС.2а, b) (56, 75). Клетки, берущие начало из “area a”, заселяют преимущественно вентральную среднюю линию передней нейрооси, где они постепенно распространяются из преоптической области в задний мозг. Клетки, берущие свое начало из первичного узелка заселяют в основном вентральную срединную линию заднего мозга и спинного мозга. (РИС.2 с, d) (56). Таким образом (по крайней мере, у эмбриона цыпленка), основной вклад в будущую популяцию клеток передней пластинки дна вносят клетки-предшественники эпибласта на стадии гаструлы, тогда как будущая задняя пластинка дна появляется главным образом из клеток-предшественников в области организатора эмбриона. Исследования у куриного эмбриона показали, что клетки пластинки дна, заселяющие переднюю и заднюю часть нейрооси, формируются в разное время. Оказалось, что клетки, появляющиеся из “area a” и дифференцирующиеся в переднюю пластинку дна, могут быть индуцированы уже на ранних стадиях развития. Клетки в “area a” инициируют экспрессию FOXA2, SHH и netrin 1, которые способствует их распространению в среднюю линию. Это происходит на ранней стадии гаструляции (17, 35, 56, 76). Индукция судьбы пластинки дна происходит буквально через минуту. Оказалось, что быстрая смена событий индуцирует переднюю пластинку дна и после этого клетки “area a” мигрируют антериально и постериально чтобы заселить вентральную среднюю линию, занимая данное положение уже как специализированные клетки пластинки дна. И, напротив, в задних областях стабильная индукция FOX A2, SHH и netrin 1 появляется лишь после того как клетки займут вентральную среднюю линию нервной трубки. Процесс дифференцировки задней пластинки дна требует нескольких часов индукции сигнала, а удаление сигнала препятствует дифференцировке пластинки дна в этой области (48,50,52). Индуктивное сигнализирование при дифференцировке пластинки дна Для индукции клеток передней и задней пластинки дна также необходимы сигналы из разных областей аксиальной мезодермы (axial mesoderm). Прехордальная мезодерма – специализированная группа аксиальных мезодермных клеток, появляющихся из узелка перед нотохордой – индуцирует ткани передней пластинки дна ( РИС.2а, b). Удаление прехордальной мезодермы до ее миграции не дает клеткам “area a” дифференцироваться в пластинку дна. (56). Дифференцировка же задней пластинки дна требует сигналов из клеток нотохорды, лежащих ниже вентральной средней линии нервной трубки ( РИС.2b-d). Удаление части нотохорды важной для индукции клеток передней пластинки дна в заднем и среднем мозге не оказывает никакого эффекта на дифференцировку передней пластинки дна (56). Однако удаление фрагмента задней нотохорды препятствует дифференцировке пластинки дна в спинном мозге. (48,50,52,77). И прехордальные мезодермальные клетки и клетки нотохорды помещенные в иное положение (не свойственной клетками в норме) могут индуцировать формирование эктопической пластинки дна (26, 49-52, 78). Однако прехордальный мезодермальный трансплантант оказался более мощным в сравнении с клетками нотохорды в индукции эктопической (смещенной) пластинки дна (56). Все этим данные указывают, что индуктивные события для передней и задней частей пластинки дна имеют существенные различия. Разные популяции у других видов Четкие молекулярные различия клеток пластинки дна по АР оси куриного эмбриона вероятно, отчасти обусловлены наличием регионально ограниченных характеристик в разных группах клеток-предшественников пластинки дна, а отчасти различиями в сигнальных свойствах прехордальной мезодермы и нотохорды. Но является ли это доказательством существования разных популяций клеток передней и задней пластинки дна у других видов? И если это так, то действительно ли прехордальная мезодерма и нотохорда сходным образом контролирует у них дифференцировку? Fate-mapping анализ и прямые исследования индукции пластинки дна не столь легко выполнимы у других видов по сравнению с куриным эмбрионом. Однако promoter/enhancer исследования у мышей и полосатых данио уже начаты и они показали, что специфические для пластинки дна гены регулируются иным путем вдоль АР оси. Это согласуется с мнением о том, что пластинка дна не однородна по своей длине. У полосатого данио были определены CIS-ACTING REGULATORY ELEMENTS гена shh, от которых зависела экспрессия репортерного гена в разных пространственных доменах пластинки дна. (79). Вышестоящий enhancer ar-D контролировал экспрессию в среднем и заднем мозге, тогда как intronic enhancers – ar-B и ar-C контролировали экспрессию от среднего мозга до спинного (29). Исследование, проведенное Kapsimali, с соавт. в 2004 г. указывает на разнообразие floor plate-like клеток вдоль АР оси, что контролировалось Wnt сигналами. При снижении уровня сигнализирования Wnt клетки становились hypothalamic-like клетками пластинки дна, при усилении сигналов они разделяли судьбу клеток задней пластинки дна (80). Анализ мутантных фенотипов у полосатых данио подтвердил предположение о том, что как и у куриного эмбриона, клетки пластинки дна индуцируются, индукция инициируется на ранних стадиях гаструляции и индуцирующие сигналы необходимы длительное время для дифференцировки клеток пластинки дна в задних участках нейрооси. (81-83). Однако совокупность доказательств свидетельствует о том, что, скорее мезодерма, а не нотохорда является медиатором индукции клеток пластинки дна вдоль всей AP оси. Клетки пластинки дна присутствуют у no tail (ntl) и floating head (flh) мутантных эмбрионов, у которых отсутствует хорошо развитая нотохорда, но имеется прехордальная мезодерма (25, 84-87). И, напротив, клетки пластинки дна дефицитны у cyclops )cyc), one-eyed pinhead (oep) и у schmalspur ( sur) мутантов с отсутствием прехордальной мезодермы, но присутствием дифференцированной нотохорды (39, 88-92). Эти данные, указывающие на то, что прехордальная мезодерма является источником индуцирующих сигналов для пластинки дна, позже были подтверждены наблюдениями того, что для сохранения фенотипа пластинки дна у cyc мутантов необходимо присутствие клеток дикого типа в прехордальной мезодерме (93). АР различия в генетической программе клеток пластинки дна были найдены и у мышей. Анализ мышиных мутантов показал разную потребность для членов GLI-Kruppel семейства – (GLI2) и (GLI3) -- критических детерминант дифференцировки пластинки дна – в клетках средней линии по АР оси (94-96). Кроме того, анализ enhancer элементов, транскрипционально регулирующих мышиный SHH, свидетельствует о наличии четырех различающихся между собой популяций клеток пластинки дна вдоль АР оси. Отдельные cis-acting регуляторные последовательности были идентифицированы в мышином Shh локусе, управляющим экспрессией репортерного гена в специфических участках оси (22, 24) (РИС. 3 ). Анализ этих энхансерных элементов, особенно sonic floor plate enhancer 2 (SFPE2) сделал возможным понимание транскрипционной регуляции Shh в пластинке дна мышей (РИС.3 подпись. Анализ SFPE2 доказал, что экспрессия SHH индуцируется в клетках пластинки дна, по крайней мере, в задней нейрооси (22). Остается пока неясным, опосредуется индукция пластинки дна прехордальной мезодермой или нотохордой. Многие мышиные мутантные эмбрионы, с недостатком прехордальной мезодермы, не сохраняют антериальную нервную ткань (97, 98). Из-за этого трудно проанализировать роль прехордальной мезодермы в дифференцировке передней пластинки дна. Однако некоторые мышиные мутанты с отсутствием прехордальной мезодермы имеют нормальную экспрессию SHH в задней пластинке дна, что свидетельствует об отсутствии необходимости прехордальной мезодермы в развитии пластинки дна (99-101) . Таким образом, имеется множество доказательств о существовании видовых различий в клеточных популяциях пластинки дна вдоль АР оси. Важно и то, что понимание гетерогенного характера и времени индукции клеток пластинки дна ведет к лучшему пониманию точных функций клеток этой структуры. Действительно ли клетки пластинки дна играют одну и ту же роль по всей оси? В каком объеме полученные пластинкой дна сигналы на разных уровнях АР необходимы для специализации клеточных типов в вентральной нервной трубке? Является ли паттернирование нервной трубки более зависимым от нотохорда-исходящих SHH, чем от SHH исходящих из пластинки дна (такая возможность предполагается на основании анализа мышиных мутантов) и в задних областях, где дифференцировка пластинки дна происходит с задержкой (94. 95)? Согласование механизмов индукции пластинки дна Действительно ли появляющиеся описания различий между передней и задней пластинкой дна разрешат противоречия о времени и месте начала дифференцировки пластинки дна и механизмах, ответственных за формирование этой структуры у куриного эмбриона (48, 76)? Классической модели индукции пластинки дна, согласно которой сигналы из нотохорды индуцируют характерные признаки пластинки дна в клетках вышележащей нейроэктодермальной средней линии, был брошен вызов (76, 102-104). Во-первых, наблюдения того, что клетки пластинки дна в передней области эмбриона детерминированы на начальных этапах гаструляции, изменили преджставление о том, что клетки пластинки дна индуцируются нотохордой. А это говорит о том, что пластинка дна существует как специализированная, предетерминированная популяция клеток. Вероятно, скоро дискуссия по этому вопросу уйдет в прошлое, поскольку становится ясно, что клетки передней пластинки дна индуцируются сигналами из прехордальной мезодермы, а не из нотохорды. Во-вторых, наблюдение того, что удаление хондроневрального стержня (петли) (chordoneural hinge) – участка ткани, прилегающего к узелку и содержащего клетки-предшественники пластинки дна – ведет к отсутствию образования клеток пластинки дна и полному разделению нервной пластинки на две половины, противоречит мнению о том, что клетки пластинки дна индуцируются в предшественниках, уже присутствующих в вентральной средней линии. Эта проблема оказалась разрешимой. В маркированных контрастным веществом задне-каудальных областях нейрооси, где нотохорда индуцирует клетки, уже находящиеся в области вентральной средней линии, клетки передней пластинки дна мигрируют в вентральную среднюю линию, когда они уже детерминированы и частично дифференцированы. И, наконец, наблюдения того, что клетки chordoneural hinge играют определенную роль в пластинке дна предполагают возможность, что клетки пластинки дна уже предетерминированы в узелке, мигрируют в chordoneural hinge и затем локализуются в области средней линии. Предварительные исследования показали, что клетки в chordoneural hinge экспрессируют маркеры общие с нотохордой и пластинкой дна. Однако конкоминация с их включением в среднюю линию, экспрессия FOXA2 и SHH являются downregulated в клетках средней линии, а их судьба детерминируется нотохордой (48). Пока неясно абсолютны ли различия между популяциями клеток передней и задней пластинки дна. Анализ картирования судьбы клеток в режиме реального времени (Real-time fate mapping analyses) у куриного эмбриона показал, что, несмотря на то, что в образование передней пластинки дна основной вклад вносит area a, небольшое число area a «потомков» спорадически участвует и в формировании задней пластинки дна. Точно также некоторые клетки первичного узелка могут появляться в передних областях пластинки дна ( РИС.2, подпись). Кроме того, не исключается возможность того, что индуктивные механизмы, ведущие к детерминации передней пластинки дна могут некоторым образом способствовать и дифференцировке пластинки дна в задней нейрооси. Исследования также показали, что у куриного эмбриона клетки задней пластинки дна формируются даже после удаления нотохорды (105). Необходим дальнейший анализ, чтобы установить «управляется» ли такое позднее появление этих клеток сигналами из групп клеток передней пластинки дна и участвуют ли сигналы прехордальной мезодермы прямо или косвенно в дифференцировке пластинки дна по всей длине нейрооси. Сигнальные пути, участвующие в индукции пластинки дна Помимо вопроса о происхождении и онтогенезе пластинки дна, значительное внимание уделяется сигнальным путям, участвующим в индукции и дифференцировке SHH экспрессирующих клеток пластинки дна. Изучение амниотов четко показало необходимость SHH для индукции пластинки дна. Однако исследования на полосатых данио показали, что для этого необходим член семейства Nodal трансформирующий фактор роста β (Tgfβ). Могут ли найденные различия субпопуляций клеток пластинки дна по АР оси, обнаружение роли прехордальной мезодермы в индукции пластинки дна и молекулярный анализ энхансеров пластинки дна каким-то образом «примирить» исследователей. касательно роли SHH и Nodal в индукции пластинки дна у разных видов? SHH сигнализирование у амниотом Доказано, что у мышей SHH сигнализирование необходимо для индукции пластинки дна. Анализ мышей с отсутствием функционального Shh гена показал, что дифференцировка пластинки дна не происходит по всей АР оси, несмотря на то, что ранняя стадия развития аксиальной мезодермы протекает нормально (106). Точно также анализ химерных мышей «мутант-дикий тип» smoothened (Smo) показал, что SMO – облигатный компонент SHH сигнализирования – также требуется для развития пластики дна (107). Фармакологическая блокада SHH сигнализирования с использованием небольшой молекулы SMO inhibitor cyclopamine подавляла формирование пластинки дна у куриного эмбриона (108). И, напротив, мутации в patched (Ptc) (SHH рецепторе), чья нормальная функция подавлена SMO, ведет к эктопической дифференцировке клеток пластинки дна (99,109). Нижестоящие (downstream) PTC и SMO, доказательства, полученные из экспериментов на культуре клеток и по мутантным фенотипам мышей, показали, что транскрипционный факторы GLI контролируют гены-мишени SHH и участвуют в индукции пластинки дна (94-96, 110,111). Имеются доказательства, что GLI2 транскрипционно активирует гены, специфичные для пластинки дна, и GLI-связывающие сайты найдены в некоторых из этих генов, особенно в FoxA2 (112). Важно отметить, что мутации в FOXA2 – связывающем сайте в единственном SHH энхансере SEPE2 (РИС.3) препятствуют экспрессии репортерного гена в задней пластинке дна, указывая на то, что FOXA2 необходим для контроля SHH экспрессии (22). Предполагаемая последовательность событий в индукции пластинки дна заключается в том, что Gli гены активируют FOXA2, который, в свою очередь, необходим для SHH активирования. (113) Эта модель поддерживается исследованиями gain-of-function (34, 114-116). Nodal сигнализирование у полосатого данио. У полосатых данио иная картина. Снижение hedgehog (Hh) сигнализирования не препятствует дифференцировке клеток пластинки дна вентральной средней линии. Изучение мутантного полосатого данио и MORPHANT фенотипов показало, что редукция в трех генах hh, которые экспрессируются в структурах средней линии – Shh, echidna hedgehog (ehh) и tiggywinkle hedgehog (twhh) не влияют на дифференцировку вентральной средней линии, но нарушают паттернирование и дифференцировку других вентральных клеточных типов, включая клетки латеральной пластинки дна (81, 117, 118). Точно также ни инактивация dispatched 1 (disp1) (multipass трансмембранный белок для апикальной секреции липид-модифицированных Hh белков), ни зиготное удаление Smo, ни раннее устранения Smo циклопамином (cyclopamine) не устраняют пластинку дна в средней линии (119, 121). Материнские smo мутанты еще не проанализированы, а множество дупликаций, которые имеются в геноме полосатых данио, затрудняют выявление действия других генов (не только hh) – таких, например, как qiqihar hedgehog (qhh) или desert hedgehog (dhh), которые могут участвовать в индукции клеток пластинки дна средней линии. Более того, в отличие от мышей и куриного эмбриона, истощение Hh сигнализирования у полосатого данио не аннулирует полностью экспрессию Gli1. Это дает возможность предположить, что транскрипционная активность Gli сохраняется даже в отсутствие значительного Hh сигнализирования (122). Однако эти исследования указывают и на то, что индукция пластинки дна строго не связана с редукцией Hh сигнализирования у плосатого данио. Оказалось, что индукция клеток пластинки дна у полосатого данио крайне чувствительна к снижению активности Nodal. У nodal (cyclops) мутантов клетки пластинки дна значительно редуцированы или вообще отсутствуют (82, 88, 93, 123-125). Но действительно ли Nodal прямым способом индуцирует эти клетки? Nodal сигнализирование необходимо для дифференцировки как прехордальной мезодермы, так и нотохорды, но у cyclops мутантов существенно редуцирована прехордальная мезодерма. Отсюда следует, что редукция дифференцировки пластинки дна у этих эмбрионов не обусловлена прямым сигнализированием Nodal в клетках пластинки дна, а, скорее, связана с непрямыми эффектами на дифференцировку прехордальной мезодермы, которая ведет к снижению уровней других сигналов, таких, к примеру, как Hh факторы. Однако зиготическое удаление Oep - облигатного ко-фактора Nodal - во время раннего эмбриогенеза обнаружило очевидную клеточную автономию для сигнализирования Nodal при дифференцировке пластинки дна (39, 126). Следует, правда, отметить, что в этих экспериментах присутствовал материнский Oep. Совсем недавно удаление и материнского, и зиготического Oep показало, что Nodal сигнализирование нуждается в cell-autonomously для дифференцировки заднее-вентральных гипоталамических клеток – популяции пластинки дна, которая занимает область вокруг просомеров 3-5 (125). Молекулярный путь, посредством которого может оперировать Nodal для индукции клеток пластинки дн, пока неясен. Наиболее вероятной возможностью является то, что Nodal сигналы опосредуются сигнальным трансдуктором SMAD2 и трансактиватором forkhead box H1 (FOXH1/FAST1) (91, 92, 127, 128). Эту гипотезу поддерживает тот факт, что FAST1-связывающие сайты обнаружены в нескольких специфичных для пластинки дна генах. Каковы роли SHH and Nodal у разных видов? Результаты указывают на поразительные различия путей индукции клеток пластинки дна у разных видов. Но действительно ли так значительно изменяется стратегия развития средней линии у разных позвоночных организмов? Вероятно, все же нет. Имеются доказательства, что роль Nodal и Hh у полосатых данио и амниотов могут не так сильно различаться, как думали раньше. Оказалось, что Hh сигнализирование играет важную роль в индукции клеток пластинки дна у полосатого данио. Сверхэкспрессия Shh с нервной трубке может вести к эктопической активации специфического для пластинки дна гена netrin 1, хотя и в ограниченной области нервной трубки. (33,40,90). У oep и cyclops мутантных эмбрионов существует позднее восстановление клеток пластинки дна вентральной средней линии, и для этого необходима активность Hh и Gli1. (129). Недавние эксперименты у полосатого данио дают возможность построить модель, согласно которой Nodal сигнализирование прямо индуцирует Shh и индуцирует FoxA2, который позже нужен для поддержания экспрессии генов, включая сам ген shh (130). В поддержку этой модели свидетельствует то, что экспрессия маркеров дна транзиторна и она утрачивается на более поздних стадиях эмбриогенеза (119). Существуют также доказательства, что Nodal играет роль в дифференцировке пластинки дна у амниотов. Исследования у куриного эмбриона показали, что Nodal может действовать прямо на клетки нейроэктодермы. Когда клетки прехордальной мезодермы мигрируют под area a, они временно экспессируют Nodal. Более того, Nodal может функционировать при низких уровнях SHH, чтобы индуцировать клетки area a и направить их судьбу по пути образования клеток пластинки дна (56). Фактически, Nodal может действовать тремя путями. Во-первых, он может изменять чувствительность клеток area a к SHH сигналам (РИС.4а). Во-вторых, он может переключать путь, действующий параллельно с SHH и, следовательно, прямо регулировать экспрессию генов пластинки дна ( РИС.4 b). И, наконец, он может инициировать экспрессию SHH в клетках пластинки дна – производных area a (РИС.4с).
Согласно последней модели, необходимость SHH сигнализирования в дифференцировке передней пластинки дна, возможно, отражает необходимость его экспрессии в клетках нейроэктодермальной пластинники дна, а не в клетках аксиальноой мезодермы (106, 130).
Таким образом, SHH, вероятно, необходим для поддержания своей собственной экспрессии и для других маркеров пластинки дна. Блокирование SHH активности в клетках пластинки дна ведет к утрате SHH экспрессии в этих клетках. Это говорит о том, что SHH - производные пластинки дна – необходимы для поддержания их дифференцировки. Различаются ли пути индукции по АР оси? Может ли присутствие разных популяций клеток пластинки дна вдоль АР оси каким-то образом объяснить и согласовать разные гипотезы, касающиеся природы индукции пластинки дна? Сейчас почти ясно, что индукцию пластинки дна может опосредовать различная комбинация сигналов. Во время нормального развития, вдоль АР оси могут присутствовать разные популяции клеток пластинки дна, имеющие разную чувствительность к индуцирующим пластинку дна сигналам. По некоторым представлениям Nodal играет критическую роль в быстрой индукции клеток передней пластинки дна, тогда как в отсутствие Nodal более медленную индукцию задней пластинки дна опосредует HH. Возможно, обнаруженные видовые различия могут отражать разные особенности двух способов появления пластинки дна у разных видов. Возможно также, что временные и пространственные различия во время анализа искажают интерпретацию индукции пластинки дна у разных видов. Каковы доказательства того, что Nodal играет первостепенную роль в индукции рано-индуцированных популяций передней пластинки дна, а функции НН (из нотохорды или из area a ) сводятся главным образом для индукции более поздних клеток пластинки дна? Способность прехордальной мезодермы куриного эмбриона индуцировать клетки передней пластинки дна разными механизмами из нотохорда-индуцированной пластинки дна спинного мозга может служить одним из таких доказательств. Анализ мутантных мышей, у которых доза гена Nodal или его нижестоящего эффектора Smasd2 снижена, подтверждает важность сигналов Nodal в развитии передней пластинки дна. У химерных эмбрионов условно мутантных по Smad2, SHH –экспрессирующие клетки утрачены в передней оси (131). Сходным образом циклопия может развиваться у Nodal+/-; Smad2+/- трансгенных мышей (132). Ясно, что такого рода исследования не могут определить различия между прямой и косвенной ролью Nodal для клеток пластинки дна. Но они дают возможность предположить, что Nodal играет важную роль в индукции или детерминации клеток передней пластинки дна. Интересно, что экспрессия FOXA2 не распространяется за ZLI, что предполагает наличие альтернативного сигнального пути, управляющего экспрессией SHH в вентральной средней линии переднего промежуточного мозга (17, 21). И, напротив, анализ SEPE2 энхансера, управляющего SHH экспрессией в задней пластинке дна показал, что в отличие от FOXA2- и гомеодомен (HD)- связывающих сайтов (РИС.3), FAST2-связывающий сайт в SEPE2 не требуется для SEPE2-опосредованной SHH экспрессии. Наиболее вероятная интерпретация этих данных такова: –Nodal сигнализирование необходимо для SHH экспрессии в задней пластинки дна у мышей. Означает ли это, что SHH необходим и достаточен для индукции задней пластинки дна у мышей? Пока ответить на этот вопрос невозможно. SHH может независимо повышать регуляцию экспрессии FOXA2 и HВ белков, двух ре-конвергантов, для опосредования транскрипции. Однако необходимые условия для множественных транскрипционных факторов повышают вероятность интеграции с другими сигнальными путями, такими как BMP сигнальный путь (BOX 1). Анализ фенотипа мутантного полосатого данио также согласуется с мнением о том, что в спецификации пластинки дна в передних и задних областях участвуют разные механизмы и подтверждает предположение, что Nodal сигнализирование доминирует в передней пластинке дна. Имеются убедительные доказательства, что Nodal необходим для дифференцировки клеток пластинки дна в переднем мозге (125, 130). На ранней стадии гаструляции oep и cyc мутанты дефицитны по Shh-экспрессирующим клеткам пластинки дна по всей нейрооси. Но если у них полностью отсутствует передняя пластинка дна, то в задних областях пластинки могут встречаться клетки этой структуры (39, 90). Со временем клетки пластинки дна средней линии восстанавливаются у обоих мутантов в туловище и хвосте, но никогда не определяются в мозге. Это говорит о том, что вторичный сигнал может «исправить» положение для Nodal в клетках задних, но не передних областях пластинки дна. Важно отметить, что для восстановление клеток задней пластинки дна необходима Hh и Cli1 активность (130). И напротив, мутации в Т-box транскрипционных факторах Ntl и spadetail (Spt) ведут к частичной супрессии ранних oep и cyc фенотипов, но «спасает» клетки пластинки дна только в задних областях (39,65,90). Поэтому, в отсутствие Ntl или Spt Nodal еще нужен для дифференцировки передней, но не задней области пластинки дна. То же самое происходит и у двойных мутантов flh и ntl/spt полосатого данио – передняя Shh-экспрессирующая пластинка дна развивается нормально, но задняя Shh-экспрессирующая пластинка нарушена (39, 84, 133). Неизвестно, могут ли Hh сигналы восстановить заднюю пластинку у flh и ntl/spt мутантов. Имеются данные, что Hh сигналы необходимы для появления пластинки дна в области задней нейрооси: smo мутанты и pan-Hh нокдаун эмбрионы имеют пробелы в задней пластинке дна (91, 117, 118) . Почему же пластинка дна может появляться двумя разными способами? Наиболее правдоподобным объяснением является то, что ее появление – это последовательность различных клеточных передвижений на стадии гаструлы и нейрулы. На ранних стадиях развития быстрые морфогенетические движения, связанные с гаструляцией и формированием ранней нервной трубки означают, что становление пластинки дна и лежащей ниже ее аксиальной мезодермы не являются стабильными (17, 134). А вот во время нейруляции вентральная средняя линия наиболее каудальной нервной трубки формируется вместе с нотохордой так, что клетки пластинки дна возникают через взаимодействие двух стабильных оппозитных тканей. Быстрая спецификация клеток передней пластинки дна может, следовательно, «обойти» условия, необходимые для пролонгированного воздействия к индуцирующему сигналу, до того момента, пока стабильное взаимодействие тканей вновь не появится в более задних областях эмбриона после гаструляции. У разных видов акцент может быть смещен на одном из двух способах дифференцировки пластинки дна. У незащищенных и быстроразвивающихся амнтиотов необходимость позиционных ориентиров в нервной пластинке для осуществления первичного нейрогенеза может приводить к появлению передних клеток пластинки дна, которые вносят значительно больший вклад в нейроось. Заключение Результаты исследований дают возможность объяснить противоречивость гипотез, касающихся развития и функций пластинки дна. Кажется вполне вероятным, что различия в развитии этой структуры вдоль АР оси могут частично разрешить многие из описанных выше несоответствий. Однако появилось и множество новых вопросов. Например – о количестве популяций клеток пластинки дна и их функциональных различиях по молекулярным и онтогенетическим характеристикам? Каковы роли прехордальной мезодермы и нотохорды по сравнению с генетическими программами и каков их вклад в различия клеток пластинки дна? Сколько сигналов участвует в индукции и дифференцировке клеток пластинки дна? Какова роль Wnt градиента в формировании и функции пластинки дна? Загадок еще достаточно. BOX Integrated signalling pathways in floor plate induction Gain-of-function experiments indicate that sonic hedgehog (SHH) and SHH signalling components can induce the ectopic differentiation of floor plate cells in vitro and in vivo (8, 21, 34, 112, 113, 135-138). However, these and other analyses reveal that ectopic induction of floor plate cells is regionally restricted within the neural tube, indicating that SHH induces floor plate cells in cooperation with other factors. Several bone morphogenetic protein (BMP) antagonists, including noggin, chordin, follistatin and kielin, are expressed in the notochord, prechordal mesoderm and floor plate, and are prime candidates for cooperating with SHH to mediate floor plate induction. In mice that lack a functional noggin gene, SHH expression is not detected in a subset of ventral midline cells in the posterior neuraxis (139). Furthermore, the combined action of SHH and chordin is required to mimic the effects of notochord grafts in inducing ectopic SHH-expressing floor plate cells in chick embryos in vivo (140). Therefore, the abolition of BMP activity seems to be a requisite step in the ability of neural tissue to respond to SHH and differentiate into the floor plate. The mechanism by which BMP antagonists cooperate with SHH to mediate floor plate induction, however, remains unclear. Cellular and biochemical experiments show that BMP signalling alters the sensitivity of cells to SHH signalling: the addition of BMPs to neural progenitor cells that are exposed to a fixed concentration of SHH causes them to acquire more dorsal fates (141). An emerging suggestion, on the basis of such studies, is that BMP antagonists exert a direct effect on components of the SHH signalling pathway (142), a possibility that is supported by the finding that SMAD (homologue of Drosophila MAD) proteins can physically associate with GLI (GLI-Kruppel family member) proteins (143). An alternative possibility, however, is that BMP activity represses expression of a homeodomain protein or another factor that is required to transactivate SHH. Intriguingly, recent studies have proposed that Nodal can antagonize BMP activity (144), and it is possible that Nodal cooperates with SHH through antagonism of BMP activity. |