PAX6 может быть модифицирована пост-трансляционно. Homeodomain-interacting protein kinase 2 фосфорилирует и трансактивирует PAX6 (56). PAX транскрипционные факторы являются уникальными в том, что они могут быть связаны с консенсусом paired, paired гомеодоменом и гомеодомен-связывающими сайтами. PAX6 непосредственно соединяется с El энхансером пронейрального bHLH гена, neurogenin2 (Ngn2)
и активирует экспрессию Ngn2 зависимым от концентрации способом (57). Optimedin и LI адгезивная молекула нейральных клеток также являются нижестоящими транскрипционными мишенями для PAX6 (58, 59). Недавний анализ микромассивов, купированный с экспериментами по потере и избыточной функции, идентифицировали дальнейших кандидатов на роль генов мишеней Рах6, включая
(60).
PAX6 мутации идентифицированы у многих пациентов с aniridia, у некоторых с аномалиями нейрального развития (61, 62) (Table 1). Одна семья, гетерозиготная по мутации PAX6 описана с анатомическими дефектами, выявляемые с использованием magnetic resonance imaging (MRI): аномалии серого вещества в медиальной части височной доли, переднем cingulate кортексе и мозжечке, а также дефицит белого вещества в мозолистом теле. Functional MRI (fMRI) исследования показали пониженную активацию fronto-striato-thalamic системы (63). Human PAX6 Allelic Variant Database является хранилищем PAX6 мутаций, на основании котрой могут быть сделаны генотип-фенотипические корреляции (64). Мы полагаем, что все пациенты с aniridia д. проходить полное neuroimaging обследование, включая MRI и fMRI, по возможности.
Dlx гены являются мышиными ортологами гена
distalless дрозофилы. Из 6 известных Dlx генов, 4 {
Dlxl, Dlx2, Dlx5 и Dlx6) экспрессируются в развивающейся ЦНС(65-68). Dlx гены экспрессируются в двух продольных доменах, описанных в prosomeric модели развития переднего мозга (7).
Dlxl/Dlx2 и Dlx5/ Dlx6 гены расположены в виде двугенных кластеров на мышиной хромосоме 2 и 6 (69) и картированы на хромосомах человека 2q31.1 и 7q21.3, соотв.
Dlxl и Dlx2 отстоят лишь на 10 kb на мышиной хромосоме 2 от локуса HoxD (70). 4 Dlx гена экспрессируются в переднем мозге в виде перекрывающихся доменов экспрессии в subpallium: Dlxl и Dlx2 локализуются в VZ. Dlxl/2/5 в SVZ, а Dlx5/6 в MZ. Обнаруживаются отличающиеся границы экспрессии Dlxl/Dlx2 на разделе pallial/subpallial (Fig. lb.c).
Мыши, лишенные Dlxl, Dlx2, Dlx5, Dlxl/Dlx2 и Dix5 Dlx6 , были изучены фенотипически (68). Все Dlx гетерозиготные мыши нормальные. Одиночные гомозиготы по мутациям
Dlxl или Dlx2 погибают при рождении с относительно незначительными дефектами переднего мозга (71). Мыши, лишенные обоих генов обнаруживают зависимый от времени блок striatal нейрогенеза и также погибают на ст. P0 (65). Лишь клетки, появившиеся после El2.5 , обнаруживают блокаду миграции, оставаясь в SVZ. У мутантов
Dlxl/Dlx2 латеральная тангенциальная миграция из MGE, которая всё ещё является источником большинства неокортикальных GABAergic интернейронов у мышей, блокирована (72, 73) (Fig. Id).
Dlxl/Dlx2 мутанты лишены GABAergic интернейронов в обонятельных луковицах (74) и гиппокампе (75). Недавно одиночные Dlxl мутанты были возвратно скрещены с CD1 генетическим фоном и оказались жизнеспособными постнатально. Эти Dlxl нулевые мыши обнаруживают пониженное GABA-обусловленное ингибирование и обнаруживают генерализованное, задержанное начало нарушений в виде судорог (76). Более того, предшественники, трансплантированные из
Dlxl/Dlx2 мутантного вентрального телэнцефалона, дифференцировались в миэлинизирующиеся олигодендроциты, указывая тем самым на роль Dlx-обусловленной репрессии образования клеток предшественников олигодендроцитов во время образования переденего мозга (77).
Хотя
Dlxl, Dlx2, Dlx5 и Dlx6 локализуются в одной и той же области переднего мозга, они экспрессируются по-разному, но на перекрывающихся стадиях дифференцировки (65-67). Временное и пространственное перекрывание их паттернов экспрессии может быть объяснено на основании наблюдаемого генетического перекрывания между
Dlxl и Dlx2. Работы лаб. Ekker идентифицировали законсервированные Dlxl/Dlx2 межгенные энхансеры, 112a and 112b. В развивающемся переднем мозге bHLH транскрипционный фактор MASH1 регулирует экспрессию
Dlxl/Dlx2 посредством I12b энхансера (78). Законсервированный энхансер располагается в Dlx5/Dlx6 межгенном регионе (
Dlx56ie) он является важным сайтом для перекрестно-регуляторных взаимодействий между Dlx генами (69). При
Dlxl/Dlx2 нокауте активность репортерного трансгена, содержащая эту последовательность, заметно редуцирована, одинаково со снижением экспрессии
Dlx5 и Dlx6 у двойных нокаутных мышей (65, 79). Экспрессия Dlx56ie маркирует взрослые кортикальные GABAergic интернейроны (80). Эктопическая экспрессия Dlx2 в культурах на эмбриональной коры мозга индуцирует экспрессию как
Gad65 (Gad2) так и
Gad67 {Gadl) (81).
Мы успешно использовали оптимизированную chromatin immunoprecipitation (ChIP) для эмбрионального переднего мозга и сетчатки. чтобы установить, что DLX1 и DLX2 соединяются с Dlx56ie
in vivo и что DLX2 трансактивирует Dlx56ie репортерный ген
in vitro (69). Мы установили также, что neuropilin-2, Nrp-2, рецептор для отталкивающих наводящих аксоны молекул semaphorins ЗА и 3F, является непосредственной транскрипционной мишенью, репрессируемой с помощью DLX1 и DLX2, что согласуется с повышенной и аберрантной экспрессией NRP-2 в переднем мозге нулевых Dlxl/Dlx2 мышей. Подавление экспрессии Nrp-2 с помощью белков DLX может облегчать тангенциальную миграцию популяций интернейронов из основания переднего мозга (82). Др. механизм, который может объяснить, как DLX транскрипционные факторы обеспечивают миграцию интернейронов, это, что
Dlxl/Dlx2-обеспечивают репрессию p21-активируемой серин/треониновой киназы PAK3, эффектора Rho семейства guanosine triphosphatase (GTPases) (83).
Большинство пациентов с Rett синдромом имеют мутации гена транскрипционного фактора
Mecp2, который кодирует methyl-CpG-binding protein 2 (84). Horike et al. (85), использовав модифицированный ChIP подход для поиска генов мишеней для Mecp2 в головном мозге мышей, установили нарушение импринтинга матерински экспрессируемого гена DLX5 у пациентов с Rett синдромом. Интересно, что brain-derived neurotrophic factor (BDNF) является др. геном мишенью для Mecp2 (86). TrkB, которая кодирует рецептор для BDNF, недавно была идентифицирована как транскрипционная мишень для DLX2 во время развития сетчатки (87). Мутации
DLX1, DLX2, DLX5 и DLX6 у людей пока не идентифицированы. Рис. 4 суммирует известных кандидатов на роль транскрипционных 'нижестощих' мишеней для DLX1/DLX2 так же как и 'вышестоящие' транскрипционные регуляторы для членов семейства Dlx посредством их межгенных Dlx энхансеров.
Nkx2-1 and Gsh2: regulation of ventral forebrain development
Гомеобоксный ген NKX2-1 человека, ортолог NK2/ventral nervous system defective (Vnd) гена
D. melanogaster, как было установлено, является существенным для собственно развития переднего мозга мышей (88, 89). Когда была установлена его роль в головном мозге, то
NKX2-1, то было показано. что он регулирует развитие щитовидной железы и поэтому
|
Fig. 4. DLX transcriptional targets. DLX1 and/or DLX2 transcriptional targets in the developing forebrain or retina have been identified and validated in vivo. These 'downstream' targets include the Dlx5/6 intergenic enhancer that regulates the expression of Dlx5 (69, 79); the Neuropilin-2 promoter, a receptor for semaphorins ЗА and 3F (82); and the TrkB promoter (87). TRKB is a receptor tyrosine kinase that binds the neurotrophin BDNF. MeCP2, a gene frequently mutated in patients with Rett syndrome, encodes a transcription factor that regulates BDNF (86) and DLX5 expression (85). Through loss- and gain-of-function studies in the mouse, Dl.xljDlx2 has been shown to regulate the expression of Gadl (formerly Gad67) and Gad2 (formerly Gad65). These Gad isoforms encode glutamic acid decarboxylase, the key synthetic enzyme for the inhibitory neurotransmitter GABA (80, 81). Dlxl Dlx2 also regulates Arx expression (119). Recently, the basic helix-loop-helix (bHLH) transcription factor. MASH1. has been shown to bind to a Dlxl/Dlx2 intergenic enhancer and regulate Dlxl/Dlx2 expression (78). Solid arrows represent direct transcription targets validated by chromatin immunoprecipitation and/or other protein-DNA-binding assays; broken arrows represent candidate genes downstream of Dlx. BDNF, brain-derived neurotrophic factor; GABA. -/-amino butyric acid.
он был также обозначен как thyroid nuclear factor (TTF1), thyroid transcription factor (TITF1) и thyroid-specific enhancer-binding protein (T/EBP). Во время развития мышей, Nkx2-1 впервые экспрессируется на Е10.5 в вентральной части переднего мозга, зачатке щитовидной железы и легочном эпителии (90). В переднем мозге область экспрессии
Nkx2-1 ограничена более вентрально и самостоятельно от таковой для
Gsh2 (91).
Nkx2-1 нулевые мыши, лишенные легких и щитовидной железы имеют дефекты в развитии вентральных частей переднего мозга, это указывает на более дорсальную природу дефекта в отсутствие функции Nkx2-1 (89, 92). Экспрессия sonic hedgehog, ключевого морфогена, серьезно нарушена в вентральной части переднего мозга при потере функции Nkx2-1. Интересно, что, Nkx2-1 сам по себе является нижестоящей мишенью для передачи сигналов sonic hedgehog в развивающейся нервной системе (93. 94). Помимо потери вентральных маркеров, наблюдается эктопическая экспрессия дорсального маркера Рах6, у этих мутантных мышей. Миграция разных субклассов нейронов из MGE блокирована. Этот блок миграции уменьшает количества кортикальных GABAergic интернейронов и приводит к снижению количества cholingeric интернейронов в striatum.
Nkx2-1 гетерозиготные мыши были первоначально охарактеризованы как фенотипически нормальные. Однако, недавние сообщения показали, что Nkx2-1 гетерозиготы обнаруживают пониженную координацию (95). Мутации в
NKX2-1 обнаруживаются при нарушениях движения, choreoathetosis у людей (95-97). Пациенты, гетерозиготные по мутациям в
NKX2-1, экспрессируют мутантные белки, не действующие доминантно негативным способом, т.к. они не соединяются с ДНК и не вмешиваются в функцию белка дикого типа. Эти находки ведут к предположению модели гаплонедостаточности для этой болезни, причем потеря одного аллеля Nkx2-1 достаточна. чтобы привести к развитию злокачественной хореи (95.98.99).
На молекулярном уровне мало известно о нижестоящих мишенях и партнерах по связыванию для NKX2-1, который кодирует NK2 box , а также гомеодомен (Fig. 2). FOXA1 , как было установлено, репрессирует функцию NKX2-1 путем соединения с его гомеодоменом и блокирования связывания NKX2-1 с ДНК [как это имеет место в случае промотора surfactant protein С (SpC)]. Напротив FOXA1 и NKX2-1 могут добавочно активировать экспрессию генов мишеней [как в случае гена Clara клеточно-специфического белка (CCsp)] (100). Различия между двумя способами действия в том, что в первом ген лишен FOXA1-связывающего сайта, тогда как последний содержит один. Кроме того, SMAD3 (эффектор передачи сигналов TGF-β) , как было показано, блокирует связывание NKX2-1 и тем самым ослабляет его функцию (101). Важно для развития переднего мозга, что ранний маркер пролиферирующих нейробластов, nestin, является мишенью для NKX2-1 в in vitro и in vivo (102, 103).
Др. классом гомеобоксных белков, которые важны для формирования паттерна вентральной части переднего мозга, являются гомеобоксные белки GSH1 и GSH2 (104). Intermediate neuroblasts defective (
Ind) является Drosophila ортологом GSH1/GSH2 и был первым гомеобоксным белком, который экспрессируется в промежуточных столбах ЦНС развивающихся мух. У
Ind мутантных мух обнаруживается потеря промежуточных нейробластов, что демонстрирует существенную роль Ind для их развития (105). Ind белок, как было установлено, функционирует как репрессор транскрипции и соединяется с ко-репрессором Groucho (106).
Gsh1 нулевые мыши обладают дефектами гипоталямуса, тогда как
Gsh2 нулевые мыши имеют дефекты как в заднем, так и переднем мозге (107).
Gsh2 экспрессируется в ограниченной области между Рахб иe Nkx2-1 доменами в развивающемся переднем мозге (Fig. lb) и экспрессируется нейральными предшественниками в VZ (91, 108). Потеря функции Gsh1/Gsh2 не влияет на домен экспрессии
Nkx2-1 и
vice versa. Как и в случае Nkx2-1,
Gsh2регулируется с помощью sonic hedgehog и он действует противоположным способом по сравнению с Рахб (50). Потеря функции Gsh2 ведет к экспансии дорсальных маркеров, таких как Рахб, neurogenin1 neurogenin2, и к потере миграции интернейронов в обонятельные луковицы (50, 109). В спинном мозге потеря Gsh1/Gsh2 вызывает изменения клеточных судеб, так что клетки обычно предназначенные стать возбуждающими интернейронами, становятся ингибирующими интернейронами (110). Потенциальной нижестоящей мишенью для Gsh2 является retinaldehyde dehydrogenase 3 (Raldh3), ключевой энзим в биосинтезе ретиноевой кислоты и регулятор развития striatal проекций нейронов (111).
Aristaless-related homeobox gene
Al кодирует у D. melanogaster paired-подобный гомеодоменовый белок Aristaless, который, как было установлено, важен для собственно формирования дистальных частей придатков (112). Его мышиный ортолог, Aristaless-related homeobox ген (Arx), имеет сходную с al гомеодоменовую область и перекрывает экспрессию Dlx1 в переднем мозге (113). Белок ARX содержит несколько различных доменов для взаимодействия с белками , такие как homeodomain, paired-подобный домен, octapeptide область [родственная репрессору engrailed homology (Eh) ], домен Aristaless (обнаруживаемый у всех членов семейства) и 4 polyalanine трека (Fig. 2). Широкий круг мутаций в ARX был обнаружен у пациентов с X-сцепленной умственной отсталостью (114, 115). ARX мутации ведут к разнообразным нарушениям, таким как эпилепсия и X-сцепленная lissencephaly с аномальными гениталиями (Table 1). Этот ряд фенотипов отражает разнообразную природу мутаций, обнаруживаемых в гене ARX - от увеличения polyalanine до мутаций в гомеодомене (116, 117). Arx нулевые мыши погибают в неонатальный период и имеют более маленький головной мозг и аномалии развития семенников (118). Такие мыши имеют дефекты в тангенциальной миграции GABAergic интернейронов из MGE в кортикальную промежуточную зону, но не обнаруживают дефектов миграции из MGE в кортикальную SVZ. Экспрессия Dlxl, Dlx2 и Nkx2-1 не изменяется в MGE нулевых мышей. Исследования избыточной функции у кур и мышей показали, что Dlx1 или Dlx2 достаточен для индукции эктопической экспрессии Arx (119). Более того, у Dlx1/Dlx2 двойных нулевых мышей обнаруживается пониженная экспрессия Arx, это указывает на то, что Arx является нижестоящей мишенью Dlx1/Dlx2 (Fig. 4). Роль Arx's в контроле развития GABAergic нейронов эволюционно законсервирована, т.к. мутации ортолога у Caenorhabditis elegans приводят к нарушениям формирования GABAergic моторных нейронов (120).
У
X. laevis, Arx может функционировать как транскрипционный активатор и как репрессор в развивающейся ЦНС (121). В клетках млекопитающих
ARX является транскрипционным репрессором и соединяется посредством своего octapeptide домена с Groucho/transducin-подобным энхансером
split корепрессора (122). Прока неизвестны нейрон-специфические гены мишени для ARX; однако, показано, что Arx и Pax4 реципрокно и непосредственно репрессируют экспрессию др. др. (123). Новые нейральные гены мишени для Arx могут быть идентифицированы, исходя из последовательностей, идентифицированных в промоторе
Pax4 .
LIM homeodomain (Lhx) transcription factor family
LIM доменовые являются белками с мотивом zinc, которые названы по генам основателям классом lin-11, isll и mec-3 (124). Этот домен найден у множества разнообразных белков от цитоскелетных белков до киназ. LHX белки содержат два тандемных LIM домена amino N-терминальнее из гомеодомена (Fig. 2) (125). Имеется широкий набор генов Lhx , экспрессирующихся как у мышей, так и людей, но мы остановимся на хорошо охарактеризованной роли в развитии переднего мозга LHX2, LHX5, LHX6 и LHX7. Потребность в Lhx генах для регуляции развития головного мозга впервые была показана с помощью нокаутных Lhx1 мышей, которые были полностью лишены каких-либо головных структур кпереди от отических пузырьков (126). Lhx2 впервые был клонирован в 1993 и было установлено, что он экспрессируется на высоком уровне в лимфоидной ткани и переднем мозге. Lhx2 очень сходен с Drosophila геном Apterous, который необходим для развития крыльев и нахождения нейронами путей (127, 128). Модельные нокаутные мыши лишены глаз и обнаруживают дефектный эритропоэз (129). Передний мозг этих нулевых мышей выглядит гладким из-за снижения пролиферации клеток предшественников в VZ .У X. laevis, Lhx1 , как было показано, действует ниже Six3 при формировании переднего мозга, тогда как эктопическая экспрессия Lhx2 способна устранять дефекты головного мозга путем индукции нокдауна экспрессии Six3. инициальный анализ показал, что обонятельный эпителий нормален; однако дифференцировка обонятельных нейронов в определенные субклассы была блокирована у мутантных мышей (130). Amygdala состоит из клеток предшественников, происходящих из pallial и subpallial регионов переднего мозга. В amygdala имеются разные ядра, которые происходят из уникальных источников предшественников. Было предположено, что Lhx гены маркируют разные ядра и их функция дифференциально потребна для их образования (131). Lhx1 экспрессируется на subpallial/pallial границе и маркирует клетки, которые дают ядро латерального обонятельного тракта. У нулевых мышей эта область amygdala тяжело нарушена, тогда как др. области amygdala недоразвиты (spared).
Lhx5 впервые был клонирован у рыбок данио и X. laevis, его экспрессия ограничена наиболее передними областями переднего мозга (132). Экспрессия его ортолога у мышей ограничена передним мозгом (Fig. lb), а Lhx5 нулевые мыши обнаруживают дефекты в морфогенезе гиппокампа (133). Клетки предшественники гиппокампа пролиферируют, но остаются неспособными выйти из клеточного цикла и дифференцироваться, приводя тем самым к уродливому, гипопластичному гиппокампу. Морфология др. областей головного мозга в основном не изменена. Такие мыши. как было потом показано, обнаруживают дефицит памяти и моторной координации. У рыбок данио потеря функции Lhx5 приводи к усилению передачи сигналов Wnt, тогда как избыток функции Lhx5 ослабляет передачу сигналов Wnt (134). LHX5 соединяется с промоторами ингибиторов Wnt (секретируемые frizzled-родственные белки, Sfrp1a и Sfrp5) и активируют их экспрессию, модулируя тем самым передачу сигналов Wnt. В спинном мозге Lhx5 кооперирует с Lhx1 в обеспечении дифференцировки и развития поздно рождающихся GABAergic интернейронов (135). Потенциальные избыточные роли Lhx1/Lhx5 в регуляции клеточных судеб интернейронов пока не изучены.
Lhx6/Lhx7 были выделены с помощью reverse transcriptase-polymerase chain reaction (RT-PCR) с использованием degenerate primers для скрининга новых Lhx генов (136). Оба этих гена экспрессируются в первой бранхиальной дуге и основании переднего мозга. В переднем мозге они экспрессируются в перекрывающихся регионах MGE, но не LGE (Fig. lb). Lhx6 экспрессируется в SVZ и sub-MZ, тогда как Lhx7 экспрессируется в sub-MZ и MZ в MGE. Интернейроны. мигрирующие тангенциально из MGE в кортекс, экспрессируют Lhx6 (137. 138). недавно функциональная роль Lhx6 изучалась в регуляции миграции GABAergic интернейронов. In vivo исследования клеточных судеб отследили происхождение GABAergic кортикальный интернейронов у мышей. Все эти нейроны, которые экспрессируют somatostatin, par-valbumin и/или calbindin, происходят из Lhx6-позитивных клеток предшественников, которые возникают в MGE (138). Напротив, neuropeptide Y , экспрессируемый интернейронами и биполярными экспрессирующими calretinin нейронами происходили из Gsh2-позитивных предшественников, которые возникали в LGE и каудальномl ганглиолярном возвышении. У Lhx7 нулевых мышей нахождение нейронами пути нарушено, в результате возникает аномальный паттерн интернейронов в коре и гиппокампе (139). В целом маркеры GABAergic фенотипа не затрагиваются ни у нулевых ни у дикого типа животных, но отмечается исчезновение практически всх субтипов somatostatin и parvalbuminу Lhx6 нулевых мышей. Кроме своей экспрессии в кортикальных и hippocampal интернейронах, Lhx6 экспрессируется в ограниченной области amygdala (140). Задняя область медиального ядра amygdala подразделена на дорсальную и вентральную область, наз. MEApd aи MEApv. Функционально MEApd активируется с помощью воспроизводимых запахов, тогда как MEApv активируется с помощью оборонительных запахов, таких как моча кошек для мышей. Lhx6 экспрессируется в MEApd и действительно отсутствует в MEApv, которая маркируется экспрессией Lhx9 LIM гомеодоменовым геном. Lhx6 экспрессируется в GABAergic ингибирующих нейронах, которые активируются с помощью репродуктивных стимулов. Это исследование расширило концепцию Lhx кода, который специфицирует amygdala.
Lhx7 также известен как Lhx8 и L3 (Table 1). Lhx7, в отличие от Lhx6, не экспрессируется в GABAergic нейронах, но экспрессируется холинергическими нейронами (как проекционными, так и интернейронами) основания переднего мозга (141). У Lhx7 нулевых мышей дифференцировка этих нейронов заметно ослаблена (142). Хотя холинергические клетки пролиферируют, но они неспособны дифференцироваться (143). В дополнение к позитивно регулируемой судьбе холинергических клеток Lhx7 репрессирует судьбы GABAergic клеток у Xenopus, где он, по-видимому, предупреждает пул клеток предшественников от принятия GABAergic судьбы и позднее способствует их дифференцировке в холинергические нейроны (143). Это исследование также показало, что Nkx2-1 индуцирует экспрессию Lhx7 и тем самым регулирует клеточные судьбы интернейронов.
Транскрипционный потенциал LHX белков тонко регулируется с помощью ансамбля ко-активаторов и ко-репрессоров. LIM домены LHX1 были использованы для скрининга мышиной библиотеки экспрессируемых комплементарных ДНК и были изолированы два связывающих белка: LIM binding-domain proteins 1 и 2 (Lbdl and Lbd2) (144). Эти белки нуждаются в присутствии двух танлдемных доменов LIM для связывания (Fig. 2) и, по-видимому, действуют синергично с LHX1 в обеспечении формирования мышц у
Xenopus , воспроизводя функцию Lhx1. Транскрипционная активность LHX белков ингибируется с помощью RING finger LIM domain-binding protein/RING finger 12 (RLIM/ RNF12) белком (145, 146). Этот ко-репрессор может ингибировать функцию LHX за счет или рекрутирования histone deacetylases или доставки LDB1 ко-активаторов proteasomal деградации (144). Эти множественные уровни регуляции LHX делают возможным тонкий контроль их функции. У человека мутации
LHX2. LHX5, LHX6 или LHX7 не открыты.
Conclusions and future directions
Homeobox genes control many different aspects of forebrain development in both mice and humans. The lack of identified human genetic diseases associated with homeobox gene mutations is very striking. This could be because of the essential function of these genes that result in embryonic lethality. Alternatively, the overlap in expression boundaries supports the potential functional redundancy between the different transcription factors. As well, the haploinsuffi-cient nature of many genetic disorders is not often reflected in mouse models. The function of many genes in forebrain development has been established but for the majority, their downstream molecular targets in the forebrain are not yet known. The further characterization of homeobox transcriptional targets will expand our understanding of forebrain development. The ability to generate tissue-specific knockouts will allow for the better modeling of human CNS disorders in the mouse in the future.
Сайт создан в системе
uCoz
|
Fig. I. Anatomy of the embryonic mid-gestation mouse forebrain. (a) A schematic diagram showing the different regions of the developing mouse forebrain. In this diagram, the forebrain is divided along the dorsal (D)/ventral (V) axis into the pallium and the subpallium. The boundary (arrowhead) between these regions, the pallial/subpallial boundary, is marked by abrupt changes in gene expression. The medial ganglionic eminence (MGE) and the lateral ganglionic eminence (LGE) are subpallial structures and the neocortex (NCX) is a pallial structure. Proliferating progenitor cells are primarily located in the ventricular zone (VZ). with a secondary proliferative population in the subventricular zone (SVZ). (b) Of the homeobox genes discussed in this review, Рахб is primarily expressed in the pallium, whereas Dlxl. Dlx2. Gsh2 and Arx are expressed in the subpallium. Post-mitotic cells populate the SVZ and the mantle zone (MZ). (c) A coronal tissue section from an E13.5 wild-type CD1 mouse immunostained for DLX2 shows the restricted expression of DLX2 in the subpallium. The curved arrow represents a tangential route of migration of interneurons from the ganglionic eminences to the neocortex and the hippocampus. In this section, some DLX2-expressing cells can be seen migrating to the neocortex. Straight arrows denote radial migration pathways from VZ to MZ. The pallial/subpallial boundary is represented by the arrowhead, (d) In E12.5 slice cultures, tangential migration of dil-labeled interneurons from the LGE to the neocortex evident in wild type (+/+) (panel a) is absent in Dlxl/Dlx2 double mutant (-/-) brains (panel b); modified from Anderson et al. (72). 
Fig. 2. Homeobox transcription factors and key functional domains. Homeobox genes encode transcription factors with a highly conserved homeodomain. In this schematic figure, other functional domains important for DNA binding and/ or protein-protein interactions are shown. Unlike DLX1, DLX2 also has a polyhistidine motif at its C-terminus. PAX6, as well as other members of the PAX family, has a paired domain and a homeodomain. Members of the NKX family, including NKX2-1, have an NK2 box. LHX transcription factors have paired LIM domains N-terminal to their homeodomain. The Arx gene is unique among the genes described in this review; it encodes four polyalanine repeats, a C-terminal Aristaless domain as well as a homeodomain. a.a., amino acid. 