У одноклеточных организмов каждая индивидуальная клетка использует почти всю геномную информацию и располагает очень идентичным фенотипом. Напротив. у млекопитающих имеется, по крайней мере, несколько сотен, различных типов клеток. Все эти типы клеток происходят из одной оплодотворенной яйцеклетки. Дифференцировка каждого типа клеток достигается без изменения последовательностей ДНК, на за счет скоординированного использования субнаборов генов. Для этого используется ряд эпигенетических механизмов (Shiota, 2004; Lieb et al., 2006).

У млекопитающих метилирование ДНК осуществляется посредством DNA methyltransferases (Dnmts), которые оперируют внутри 5'-CG-3' динуклеотидов (CpG: C сопровождаемый G). 5-Methylcytosine (5-MeC) является единственной химической модификацией геномной ДНК млекопитающих. Статус метилированных CpGs сохраняется и после репликации ДНК с помощью Dnmts и , следовательно, наследуется в чреде клеточных поколений (Bird, 2002). 5-MeC обнаруживается в большей части ДНК эукариот, включая грибы, растения и позвоночных (Bird, 2002). Прототип Dnmt обнаружен и в одноклеточных организмах, таких как Escherichia coli. Dnmt гены законсервированы почти у всех эукариот, однако 5-MeC отсутствует или редок у видов грибов (Saccharomyces cerevisiae, Saccharomyces pombe), мух (Drosophila melanogaster) и нематод (Caenorhabditis elegans, Pristionchus pacificus) из-за делеции гена или мутаций, которые тяжело нарушили ферментативную активность (Goll and Bestor, 2005). Следовательно, адаптация и/или поддержание системы метилирования ДНК может быть ключевым молекулярным событием в эволюции в отношении дивергенции видов и происхождения позвоночных.

Гистоновые модификации др. форма эпигенетической регуляции, которая соответствует пост-трансляционным модификациям N-терминальных хвостов гистонов. Так, свыше 60 различных остатков стержневых гистонов (H2A, H2B, H3 и H4) могут быть модифицированы. Модификации включают ацетилирование, метилирование, фосфорилирование, убиквитилирование, сумоилирование, ADP рибозилирование, deimination и изомеризация proline (Kouzaridez, 2007). Некоторые гистоновые модификации служат, чтобы координировать наборы 5-MeC. Эти эпигенетические маркеры обычно ассоциируют с конденсацией хроматина, которая играет критическую роль в молчании генов, стабилизации хромосомной структуры и супрессии мобильности ретротранспозонов.

Клеточная дифференцировка использует массивные альтерации эпигенетического статуса по всему геному во множественных генных локусах с изменениями как de novo метилирования и деметилирования ДНК, так и различных гистоновые модификации (Ohgane et al., 2002; Shiota et al., 2002; Eckhardt et al., 2006; Bracken et al., 2006; Squazzo et al., 2006; Oakes et al., 2007; Mikkelsen et al., 2007). В самом деле, имеются многочисленные ткане-зависимые, дифференциально метилированные регионы ДНК (T-DMRs) в уникальных последовательностях, включая гены и их регуляторные элементы в геноме млекопитающих.

Удивительным свойством генома млекопитающих является то, что огромная его порция представлена не-генными, повторяющимися элементами, включая вкрапленные повторы и сателлиты: ~49% и 44% в геноме человека (hg18 assembly) и мыши (mm9 assembly) соотв. (Repeatmasker; http://www.repeatmasker.org/). Свыше 60% CpGs генома мыши метилированы, большинство из которых локализуется в повторяющихся элементах (Solage and Cedar, 1978; Gruenbaum et al., 1981). Метилирование ДНК повторяющихся элементов может функционировать, чтобы супрессировать транспозоны и усиливать стабильность генома (Yoder et al., 1997).

До 1980s было найдено несколько генов, которые метилируются (McGhee and Ginder, 1979), о они рассматривались как исключительные локусы, поскольку уровень 5-MeC в уникальных последовательностях был намного ниже, чем в повторяющихся последовательностях (Ehrlich et al., 1982). Однако недавние исследования установили, что метилирование ДНК используется для регуляции значительно большего количества генов, экспрессируемых ткане-специфическим и клеточно-специфическим образом и тем самым играющее роль в дифференцировке и развитии (Shiota, 2004; Yagi et al., 2008). Эпигенетическая динамика генов отличается от это массы ДНК. Недавно серьезно внимание было привлечено к эпигенетической регуляции генов. Сегодня известно ~25,000 генов, описанных для генома человека (hg18) и мыши (mm9) , которые представляют менее 3% генома (UCSC genome browser; http://genome.ucsc.edu/). До сих пор были обнаружены различные гены с T-DMRs .

Исследования по всему геному показали, что геном млекопитающих содержит многочисленные T-DMRs в его уникальных последовательностях. Разные техники были использованы, чтобы получить профили метилирования ДНК уникальных последовательностей, включая: restriction land mark genomic scanning (RLGS) (Ohgane et al., 2002), genome-wide bisulfite sequencing (Eckhardt el al., 2006) и микромассивы в комбинации с рестрикционными энзимами, чувствительными к метилированию ДНК (Khulan et al., 2005; Yagi et al., 2008) или антителами против 5-MeC (Weber et al., 2005). Все эти исследования сообщили об существенном количестве T-DMRs путем сравнения профилей метилирования ДНК из различных соматических тканей (Ohgane et al., 2002; Shiota et al., 2002; Kremenskoy et al., 2003; Song et al., 2005; Khulan et al., 2006; Eckhardt et al., 2006; Sakamoto et al., 2008; Yagi et al., 2008), стволовых клеток (Shiota et al., 2002; Kremenskoy et al., 2003), зародышевых клеток (Shiota et al., 2002; Oakes et al., 2007; Weber et al., 2007), первичных типов клеток (Weber et al., 2005; Eckhardt et al., 2006; Weber et al., 2007), и клеток от разных полов и возрастов (Weber et al., 2005; Eckhardt et al., 2006). Напр., RLGS с Not I, чувствительным к метилированию рестрикционным энзимом, был использован для анализа статуса метилирования ДНК по всему геному (~1,500 loci) embryonic stem (ES) клетках мышей, embryonic germ (EG) клетках, trophoblast stem (TS) клетках, зародышевых клетках и некоторых соматических тканях, при этом идентифицировано 247 T-DMRs, в которых статус метилирования зависел от типа клеток или ткани (Shiota et al., 2002). Итак, каждый тип клеток/ткани обладает специфическим профилем метилирования T-DMRs, и эти профили могут быть использованы для различения типов клеток/тканей (Fig. 1).

Исходя из того факта, что приблизительно 70% Not I сайтов были локализованы внутри CpG островков в геноме мыши (Fazzari and Greally, 2004), было предположено, что CpG островки содержат T-DMRs. Однако такой тип T-DMRs представляет собой относительно небольшую пропорцию (Eckhardt et al., 2006; Sakamoto et al., 2007). Кроме того, T-DMRs в CpG островках в целом ограничены субрегионами. Напр., T-DMR из гена Sphk1, который законсервирован у мышей, крыс и человека, занимает ~200 base pairs (bp) на краю островка CpG в 3.7-kilo bp, фракция менее 10% (Imamura et al., 2001). Такой тип T-DMR, который ограничен регионом небольших CpG островков, также был найден в EDNRB и POMC генах (Shiota, 2004). С др. стороны, все CpGs в CpG островке метилированы в Tact1/Actl7b и Ant4/Slc25a31 генах в соматических тканях, тогда как они неметилированы в зародышевых клетках (Hisano et al., 2003; Suzuki et al., 2007). Следовательно, имеется новый тип CpG островковых T-DMR, при которых все CpGs могут быть полностью метилированы в нормальных клетках.

Недавно анализ по всему геному подтвердил, что существуют регионы с низким содержанием CpG также как и те, что имеют высокие частоты CpG, включая CpG островки, которые фактически метилированы (Eckhardt et al., 2006; Weber et al., 2007; Sakamoto et al., 2007; Fouse et al., 2008). Итак, существуют T-DMRs, ассоциированные с генами как бедными CpG, так и богатыми CpG последовательностям. В ближайшее время количество T-DMRs д. увеличиться с расширением исследований и профиль метилирования ДНК в целом геноме окажется более сложным.

Профиль метилирования ДНК специфичен для типов клеток и тканей,

Fig. 1. Cell-type-specific DNA methylation profiles consisting of differentially methylated T-DMRs. Each cell type (ES cells and TS cells) has a unique pattern of DNA methylation at CpGs within T-DMRs (lower panel). These differential methylation status in T-DMRs constitute cell-type-specific DNA methylation profiles genome-wide (upper panel). The DNA methylation profile of a cell type can be used as a novel tool to define and characterize the cell type.

подобно отличиям отпечатков пальцев, и может быть использован как identification (ID) метка для клеток (Fig. 1). Профиль метилирования ДНК также предоставляет новый метод оценки сходства клеток, поскольку он отражает сходство в паттерне дифференцировки клонов (Sakamoto et al., 2007). Поскольку профиль метилирования ДНК является уникальным ID клеток, то изменения профиля метилирования ДНК д. вызывать альтерации клеточных признаков.

Статус метилирования ДНК тесно связан со структурой хроматина (Fig. 2). Известно, что фракция к micrococcal nuclease-резистентного закрытого хроматина преимущественно содержит 5-MeC (Solage and Cedar, 1978). Гистоновые модификации также влияют на структуру хроматина. Ацетилирование остатков лизина, как полагают, непосредственно нейтрализует позитивный заряд гистонов и вносит вклад в реляксацию взаимодействия между ДНК и гистонами.

Хотя это не всегда имеет место, но исследования in vitro показали, что ацетилирование в K16 гистона H4 достаточно, чтобы ингибировать образование 30 nanometer-like хроматиновых волокон (Shogren-Knaak et al., 2006). Др. путь обеспечивает распознавание белками гистоновых модификацией, включая chromodomain и bromodomain белки, которые соединяются с метилированными и ацетилированными лизинами, соотв., и влияют на структуру хроматина как члены комплексов транскрипционных репрессоров или ремоделирующих хроматин (Kouzaridez, 2007). Ацетилирование гистонов H3/H4 (H3Ac, H4Ac) и ди- и триметилирование лизина 4 из H3 (H3K4me2 и me3) обычно обнаруживается в транскрипционно активном, истощенному по нуклеосомам и чувствительном к нуклеазе хроматине (Birney et al., 2007). Напротив метилирование K9 и K27 гистона H3 (H3K9me и K27me) обычно обнаруживается в транскрипционно молчащих регионах хроматина (Lachner et al., 2003). Профиль гистоновых модификаций в неповторяющихся регионах генома также уникален для типа клеток или ткани (Hattori et al., 2004b; Bracken et al., 2006; Squazzo et al., 2006; Tomikawa et al., 2006; Mikkelsen et al., 2007).

В эмбриогенезе млекопитающих первое событие дифференцировки, которое детерминирует клон трофэктодермы и inner cell mass (ICM) происходит на ст. бластоциста. ES клетки, произошедшие от ICM обнаруживают плюрипотентную способность вносить вклад во все эмбриональные клоны (Martin, 1981). TS клетки, произошедшие от трофэктодермы обладают способностью дифференцироваться в клон трофобласта in vitro (Tanaka et al., 1998). Ген Oct-4 является членом семейства POU транскрипционных факторов и обладает CG-богатым и TATA-less промотором. Oct-4 экспрессируется в ES клетках, но не в TS клетках (Tanaka et al., 1998) а снижение экспрессии гена Oct-4 вызывает трансдифференцировку ES клеток в TS-подобные клетки при определенных условиях культивирования (Niwa et al., 2000). Имеется T-DMR в промоторном и энхансерном регионе гена Oct-4 и T-DMR гипометилирован в ES клетках, но гиперметилирован в TS клетках (Hattori et al., 2004b). ДНК гипометилирование T-DMR в гене Oct-4 ассоциирует с гиперацетилированием гистонов в ES клетках, указывая тем самым, что статус метилирования ДНК коррелирует со структурой хроматина (Hattori et al., 2004b). Nanog является др.транскрипционным фактором, который связан со стволовостью (stemness) преимплантационных эмбрионов и ES клеток.

Ген Nanogтакже имеет T-DMR с относительно богатой CpG последовательностью (Hattori et al., 2007). Подобно Oct-4, Nanog T-DMR гиперметилирован в TS клетках и гипометилирован в ES клетках. Nanog T-DMR также гиперацетилирован в ES клетках и гипоацетилирован в TS клетках. В Nanog T-DMR из TS клеток lysines 9 и 27 (K9 and K27) гистона H3 гиперметилирован. Напротив, метилирование и K9 и K27 низкое в Oct-4 T-DMR. Т.о., эти гены регулируются с помощью интимных взаимоотношений между метилирование ДНК и модификациями гистонов в разных комбинациях.

Геном млекопитающих обладает сложным профилем метилирования ДНК и гистоновых модификаций, это обозначается как эпигеном. Профили четко показывают, что дифференцировка использует массивные альтерации эпигенетического статуса по всему геному во множественных генетических локусах, с изменениями как в метилировании ДНК, так и в различных гистоновых модификациях (Ohgane et al., 2002; Shiota et al., 2002; Eckhardt et al., 2006; Bracken et al., 2006; Squazzo et al., 2006; Oakes et al., 2007; Mikkelsen et al., 2007). Возникает вопрос, как эти профили устанавливаются в соотв. типе клеток и в соотв. время и как эта информация наследуется в последующих клеточных поколениях. Принимая во внимание взаимодействия между метилированием ДНК и гистоновыми модификациями, напрашивается один механизм, лежащий в основе эпигенетической памяти (Birke et al., 2002; Fujita et al., 2003; Fuks et al., 2003a; Esteve et al., 2006; Li et al., 2006a; Vire et al., 2006; Ikegami et al., 2007). Эти эпигенетические факторы и их взаимодействие суммированы в этом разделе (Fig. 2).

У млекопитающих существуют три функциональные DNA methyltransferases (Dnmts), Dnmt1, Dnmt3a и Dnmt3b. Dnmt1 и Dnmt3bнокаутные мыши являются эмбриональными леталями на ст. (E) 8.5 и 14.5-18.5, соотв., тогда как нокауты Dnmt3a погибают в возрасте 4 недель (Li et al., 1992; Okano et al., 1999), указывая тем самым на важную роль метилирования ДНК для развития млекопитающих . Dnmts были подразделены на две группы, исходя из их предпочтения к субстратам. Dnmt1 преимущественно добавляет метильную группу к полу-метилированной ДНК (метилирована только одна из двойных нитей) по сравнению с неметилированной формой in vitro (Gruenbaum et al., 1982). Это указывает на то, что Dnmt1 метилирует дочернюю нить во время репликации, чтобы сохранить родительский паттерн метилирования ДНК. Фактически, Dnmt1 локализуется в фокусах репликации во время S фазы (Leonhardt et al., 1992) и непосредственно взаимодействует с methyl-CpG-binding protein 2 (MeCP2), который распознает полу-метилированную ДНК (Kimura and Shiota, 2003). Поэтому Dnmt1 была названа "maintenance methyltransferase" благодаря её вкладу в наследование меток метилирования ДНК в поколениях. Др. класс содержит Dnmt3a и Dnmt3b, которые предпочитают неметилированную ДНК в качестве субстрата in vitro (Okano et al., 1998). Кроме того, двойной нокаут Dnmt3a и Dnmt3b предупреждает de novo метилирование ДНК, индуцированное с помощью вирусной инфекции. Поэтому Dnmt3a и Dnmt3b были названы "de novo methyltransferases" (Okano et al., 1999). Однако такая классическая группировка по поддержанию и de novo метилированию может быть неадекватной для понимания внутриклеточных механизмов, поскольку существуют прямое взаимодействие между DNMT1, 3A aи 3B in vivo, как это было показано на клетках человека (Kim et al., 2002). Нокаут Dnmt3a и Dnmt3b показывает прогрессирующую потерю метилирования ДНК в повторяющихся последовательностях с увеличением количества пассажей, указывая, что Dnmt3a и Dnmt3b также функционируют и как "maintenance methyltransferases" (Chen et al., 2003). Ряд обычно метилированных уникальных последовательностей вызывает резкую потерю метилирования ДНК в Dnmt3a и Dnmt3b двойных нокаутных ES клетках, тогда как только частичное снижение достигается в Dnmt1 нокаутных клетках (Hattori et al., 2004a). Напротив, уровни метилирования ДНК в повторяющихся последовательностях

Fig. 2. Molecular link between DNA methylation, chromatin structure and histone modifications in inactive (A) and active (B) genomic regions. BER, base excision repair proteins (e.g. AP endonuclease, DNA polymerase I); Chromo, chromodomain proteins (e.g. HP1, Pc); DNMTs, DNA methyltransferases (e.g. Dnmt1, Dnmt3s); HATs, histone acetylases (e.g. CBP/P300); HDACs, histone deacetylases (e.g. HDAC1, HDAC2); MBT, MBT domain proteins; MeC-BPs, methylCpG binding proteins (e.g. MBDs, MeCP2, UHRF1); PHD, PHD finger proteins (e.g. BPTF, SMCX); TDG, thymine DNA glycosylase; Tudor, Tudor domain proteins.

сильно нарушены при Dnmt1 недостаточности (Li et al., 1992). Следовательно, Dnmts обладают предпочтением к определенным характеристикам последовательностей мишеней скорее, чем к последовательному процессу установления и поддержания метилирования ДНК с помощью Dnmt3a/3b , сопровождаемому Dnmt1. Недавнее исследование показало, что Dnmt3a/3b способны deaminate 5-MeC в двунитчатой ДНК, это генерирует T:G совпадения (mismatch) (Metivier et al., 2008). Скоординированное рекрутирование Dnmt3a/3b, thymine DNA glycosylase (TDG) и base excision repair (BER) белков происходит во время деметилирования ДНК гена мишени estrogen receptor alpha (ERα) , pS2 промотора, который обладает периодическим метилированием/деметилированием ДНК во время циклов транскрипции, индуцируемых с помощью estrogen (Metivier et al., 2008; Kangaspeska et al., 2008). Эти результаты указывают на то, что Dnmt3a/3b, в кооперации с TDG и BER белками играют активную роль в деметилировании ДНК. Деметилирование ДНК также, как полагают, участвует в эксцизионной репарации нуклеотидов, обеспечиваемой с помощью Gadd45a (Barreto et al., 2007), хотя этот механизм всё ещё спорен (Jin et al., 2008).

Пять гистоновых H3 lysine 9 (H3K9) methyltransferases идентифицировано у млекопитающих. Эти гистоновые methyltransferases (HMTs) имеют домен длиной ~130 аминокислот SET (Su(var), E(z), Trithorax) , ответственный за активность по метилированию лизина. K9 остаток модифицируется как mono- (K9me1), di- (K9me2) или trimethylation (K9me3). Suv39h1 и Suv39h2 являются H3K9 HMTs, которые преимущественно локализуются в DAPI-плотном гетерохроматиновом регионе (Aagaard et al., 1999). Suv39h1 или Suv39h2 нокаутные мыши обнаруживают нормальную жизнеспособность и плодовитость, но двойные мутанты рождаются не в соответствии с Менделевским распределением с задержкой роста и стерильностью самцов (Peters et al., 2001). Suv39h1/h2 двойные нулевые особи обнаруживают потерю H3K9me3 в перицентромерном гетерохроматине и неправильную регуляцию хромосом в эмбриональных фибробластах, это указывает на то, что их каталитические активности являются критическими для организации гетерохроматина (Peters et al., 2001). Известно также, что Suv39h1, вместе с белком retinoblastoma (Rb) и heterochromatin protein 1 (HP1), репрессируют гены, расположенные в эухроматине (Nielsen et al., 2002).

G9a (официально Ehmt2) является др. H3K9 HMT, которая распределяется в ядре за исключением перицентромерного гетерохроматина (Tachibana et al., 2001; Tachibana et al., 2002). Нокаут белка G9a в ES вызывает радикальную потерю H3K9me1 и H3K9me2 в эухроматине, указывая тем самым, что G9a является mono- и dimethyltransferase (Tachibana et al., 2002; Tachibana et al., 2005). В исследованиях in vitro было показано, что G9a может также переносить три метильные группы на остаток лизина, хотя эта реакция m,jktt слабая, чем диметилирование (Patnaik et al., 2004). G9a ассоциирует с репрессорами транскрипции (Shi et al., 2003) и вносит вклад в транскрипционное молчание (Tachibana et al., 2002). В др. сообщении было показано, что G9a участвует также в транскрипционной активации независимо от HMT активности (Lee et al., 2006). G9a экспрессируется повсеместно в соматических тканях с высоким уровнем в семенниках, где G9a играет критическую роль в развитии зародышевых клеток (Tachibana et al., 2005; Tachibana et al., 2007). G9a существенна также для раннего эмбриогенеза, поскольку G9a нокаутные мыши являются эмбриональными леталями (E9.5; Tachibana et al., 2002).

GLP, (G9a-like protein; официально Ehmt1), является H3K9 HMT, структурно сходен с G9a, формирует функциональный гетеродимер с G9a и распределяется в эухроматине. GLP нехватка достаточна, чтобы вызывать радикальную потерю H3K9me2 и реактивировать известные гены мишени для G9a (Tachibana et al., 2005). GLP нокаутные мыши погибают около E9.5 почти с идентичным фенотипом с тем, что у G9a (Tachibana et al., 2005). Однако паттерн экспрессии GLP слегка отличен от такового для G9a, обнаруживая более высокую и более низкую экспрессию в ES клетках и семенниках, чем G9a, соотв. (Tachibana et al., 2005). Хотя только G9a, а не GLP присутствует в primordial germ cells (PGCs) около E7.5, эти клетки сохраняют H3K9me2 в ядрах (Seki et al., 2007). Т.о., эти белки могут функционировать независимо др. от др. в определенных условиях.

SETDB1/ESET является распределяющейся в эухроматине H3K9 HMT (Schultz et al., 2002). SETDB1 катализирует H3K9me2 и H3K9me3, а mAM, мышиный ATFa-associated factor AM (официально Atf7ip), помогает SETDB1 превращать di- в trimethylation in vitro и в искусственной системе in vivo (Wang et al., 2003). SETDB1 участвует в замалчивании генов с транскрипционными репрессорам/корепрессорами, включая KAP-1, mAM, mSin3A/B (Schultz et al., 2002; Wang et al., 2003; Yang et al., 2003). Дефицит SETDB1 вызывает более тяжелый фенотип у мышей, чем таковой по Suv39h, G9a и GLP HMTs, и как результат пери-имплатационная летальность между E3.5 и 5.5, а нокаутные ES клетки не могут получены (Dodge et al., 2004).

Histone H3 lysine 27 methyltransferases Ezh2 является SET доменовым белком. катализирующим метилирование гистона H3 по лизину 27 (H3K27) (Cao et al., 2002). Ezh2, вместе с Eed, Suz12 и Rbbp4/7 формирует Polycomb repressive complex 2 (PRC2), который связан с инактивиацией X и кооперирует с PRC1, чтобы действовать как транскрипционный репрессор многих онтоегетических генов, включая homeobox гены (Schuettengruber et al., 2007). Дефицит или Eed или Suz12 вызывает резкое снижение Ezh2 и уровень метилирования H3K27, указывая, что Suz12 и Eed играют критическую роль в methyltransferase активности Ezh2 (Pasini et al., 2004; Montgomery et al., 2005). Интересно, что Eed нокаут вызывает потерю H3K27me1, K27me2 и K27me3, тогда как нокаут Suz12 ведет к редукции только K27me2 и K27me3, указывая, что Eed может вносить вклад в субстратную специфичность Ezh2 (Pasini et al., 2004; Montgomery et al., 2005). Ezh2 нокаутные мыши обладают пери-имплантационной летальностью (~E7.5), а мутантные ES клетки не могут быть получены из бластоцистов, указывая, что Ezh2 играет критическую роль в раннем развитии, при гаструляции (O'Carroll et al., 2001). Сходным образом как Suz12, так и Eed нокаутные мыши характеризуются эмбриональной летальностью около E7.5-8.5 (Faust et al., 1995; Pasini et al., 2004).

Т. о., исследования по всему геному выявили, что имеется множество PRC2 генов мишеней, которые перекрываются с H3K27me3 в геноме млекопитающих в стволовых и соматических клетках (Boyer et al., 2006; Bracken et al., 2006; Lee et al., 2006; Squazzo et al., 2006). G9a и GLP также обладают methyltransferase активностью в отношении H3K27, хотя она намного слабее, чем в отношении H3K9 in vitro (Tachibana et al., 2001; Tachibana et al., 2005). Дефицит G9a не меняет глобального уровня метилирования H3-K27 в ES клетках (Peters et al., 2003). Rougeulle et al. (2004) не выявили снижения метилирования H3K27 в Xist гене на самцовой X-хромосоме при нокауте G9a ES клеток. Однако регионы мишени для G9a, в которых дефицит G9a вызывает гипометилирование ДНК, обнаруживают снижение уровней H3K9me2, также как и H3K27me2 в G9a нокаутных ES клетках (Ikegami et al., 2007). Эти находки указывают на то, что G9a также катализирует H3K27me2 in vivo.