Хотя регуляция AJs варьирует между экспериментальными системами, в случаях, при которых она была исследована, образование и поддержание адгезивных межклеточных контактов (Bowers-Morrow et al., 2004) использует интимные взаимоотношения между E-cadherin-опосредованными AJ белковыми комплексами, актиновым цитоскелетом и его регуляторами и Rho семейством GTPases Rho, Rac и Cdc42 (Braga, 2002). Эти взаимодействия осуществляются в обоих направлениях, так что в то время как Rho семейство GTPases помогает регулировать динамику AJ и позицию базирующихся на E-cadherin AJs, AJs также модифицируют активность этих GTPases, чтобы изменить клеточную структуру и полярность (Fig. 1, B and C).
Rho family GTPases in AJ establishment and maintenance.
Становление инициальной зоны E-cadherin-опосредованных межклеточных контактов, как было установлено, нуждается в локальной активации из Rho семейства GTPase Rac (Ehrlich et al., 2002; Kovacs et al., 2002; Lambert et al., 2002; Gavard et al., 2004; Hoshino et al., 2004). Путем управления образованием базирующихся на актине выпячиваний (Ridley et al., 1992; Braga et al., 1997; Ridley, 2006) , которые несут E-cadherin (Vasioukhin et al., 2000), Rac может способствовать образованию новых базирующихся на E-cadherin контактов между соседними клетками. Напротив, становление инициальных контактов между соседними эпителиальными клетками вызывает локальные перестройки мембран и способствует образованию ламеллиподий (в MDCK клетках или IAR-2 клетках; Adams et al., 1998; Krendel and Bonder, 1999; Ehrlich et al., 2002) и/или филоподий (в первичных кератиноцитах мыши; Vasioukhin et al., 2000). Кроме того, зарождающиеся сайты адгезии, богатые E-cadherin, часто появляются связанными с пучками актиновых филамент. Эти данные указывают на тесную связь между формированием контактов de novo и полимеризацией актина, зависимой от Rho семейства GTPase и/или ремоделированием (Fig. 3; Adams et al., 1998; Nakagawa et al., 2001; Kovacs et al., 2002; Lambert et al., 2002). Активаня с GTP-связанная Rac также может стимулировать активность phosphatidylinositol 3-kinase (приводя к образованию PIP2) и активацию Cdc42- и Arp2/3-опосредованную нуклеацию актина, а также рекрутирование cortactin, Mena, PAK4 и formin-1 (Vasioukhin et al., 2000; Ehrlich et al., 2002; Kovacs et al., 2002; Kobielak et al., 2003; Rivard, 2009; Wallace et al., 2010); каждый из которых может помочь увеличению зоны межклеточных контактов.
Figure 3.
AJ assembly in vitro and in vivo. (A, 1) Cell contact and E-cadherin engagement in vitro leads to a remodeling of the actin cytoskeleton (green), promoting lamellipodial and filopodial protrusions via Rac, Cdc42, and Arp2/3 activity. (2) These dynamic protrusions promote further E-cadherin interactions and clustering. The nascent AJs are connected to the circumferential actomyosin cable via contractile actin bundles (blue). (3) Myosin-mediated contraction expands intercellular contact and aligns cadherin-catenin complexes (red bars), leading to the maturation of the junction. (B) Fusion between epithelial sheets in vivo again shows cooperation between dynamic protrusions (green arrows) and actomyosin cables (blue arrows). (1 and 2) An actomyosin cable assembles at the edge of each epithelial sheet, forcing the two sheets together. (3) Individual cells on the leading edge of each epithelial sheet form filopodia (green) that engage with one another, forming cadherin-catenin clusters at the points of contact (red), which are required to seal the two sheets together. In the case of the Drosophila embryo during dorsal closure, the ectodermal sheets migrate over a squamous epithelium called the amnioserosa. Here, the apical constriction of amnioserosa cells has been shown to promote dorsal closure (inset). Green arrows represent protrusive activity; blue arrows represent contractile activity.
Это сотрудничество между Rho GTPases и компонентами AJ сохраняется и во время созревания AJ, т.к. плотные соединения и апикально-базальная полярность устанавливаются посредством действия как Rac, так и Cdc42. Взаимодействие между этими активированными Rho семействy GTPазами и Par6 ведет к активации atypical PKC (aPKC), которая, как было установлено, необходима для созревания AJs из простых межклеточных адгезий в соединительные комплексы (Yamanaka et al., 2001). Кроме того, TIAM1, Rac-специфический guanine nucleotide exchange factor (GEF), необходим для становления функциональных плотных соединений в кератиноцитах и в MDCK клетках (Takaishi et al., 1997; Chen and Macara, 2005; Mertens et al., 2005). Некоторые др. GEFs также участвуют в E-cadherin межклеточной адгезии, включая Tuba (a Cdc42-специфический GEF; Otani et al., 2006) and Asef (a Rac GEF; Kawasaki et al., 2003).
Кроме того, RhoA помогает поддерживать E-cadherin-опосредованную адгезию посредством действия Dia1 (Sahai and Marshall, 2002) и немышечного myosin II (Shewan et al., 2005). Недавняя работа установила, что две изоформы миозина II по-разному влияют на целостность соединений за счет разных механизмов, при этом миозин IIA способствует E-cadherin гомофильной адгезии и образованию кластеров, а миозин IIB поддерживает целостность апикального кортикального актинового кольца (Smutny et al., 2010). Активность Rho и контрактильность actomyosin также участвует в межклеточном соединительном гомеостазе в системах клеточных культур и у развивающихся животных (Bertet et al., 2004; Dawes-Hoang et al., 2005; Blankenship et al., 2006; Yamada and Nelson, 2007; Abraham et al., 2009; Martin et al., 2009; Rolo et al., 2009; Liu et al., 2010). Передача сигналов Rho, кроме того, участвует в разборке межклеточных контактов во время эпителиально-мезенхимных переходов, при которых активный RhoA важен для hepatocyte growth factor- и TGF-β-индуцированного разрушения cadherin контактов (Takaishi et al., 1994; Bhowmick et al., 2001). Компоненты комплексов AJ совместно с комплексами полярности, уравновешивают активности Rho, Rac и Cdc42, и актомиозиновый скелет, и, следовательно, все они необходимы для установления и поддержания соединений между соседними клетками в эпителии.
Rho GTPases, polarity, and regulation of AJ turnover.
Роль апикальных Par белков (Par3/Bazooka, aPKC и Par6) и комплекса Crumbs (Crumbs, PALS-1/Stardust и PATJ/Discs lost) в определении апикального домена эпителиальных клеток давно установлена в широком круге систем. Существенно, что взаимодействия между этими функциональными модулями вместе с комплексами, которые предопределяют базолатеральные домены (Scribble и Yurt комплексы), генерируют зоны взаимного исключения вокруг AJs, что определяет апикально-базальную ось полярности эпителия (Assemat et al., 2008) и помогает формированию полностью дифференцированных (Muller and Wieschaus, 1996) и соответственно расположенных (Harris and Peifer, 2005) AJ (Fig. 1 B).
Как только устанавливаются стабильные AJs, Cdc42, ассоциированные с ним компоненты Par комплекса и апикальный Crumbs комплекс продолжают выполнять свои роли по регуляции стабильности AJ, контролируя активный оборот компонентов AJ. Это особенно важно в тканях, подвергающихся активному ремоделированию. Это особенно впечатляет, когда наблюдается эктодерма развивающихся эмбрионов Drosophila . В этой системе AJs в относительно стабильной дорсальной эктодерме могут быть сравнены с теми, которые в вентральной нейроэктодерме, где приблизительно треть клеток внутри эпителиального слоя отделяется, чтобы сформировать нейробласты (нервные стволовые клетки), это происходит в виде волн и нужадется в 3 ч для завершения (Campos-Ortega and Hartenstein, 1997). Хотя большинство эпителиальных тканей у мутантных эмбрионов лишено зиготической экспрессии E-cadherin, как было установлено, поддерживаются функциональные межклеточные соединения и апикобазальная полярность (Tepass et al., 1996; Uemura et al., 1996), но в этих условиях теряется целостность вентральной нейроэктодермы. Т.о., вентральная нейроэктодерма нуждается в высоких уровнях E-cadherin, чтобы сохранять стабильность AJ перед лицом клеточных перестроек, чем дорсальный эпителий. При блокировании спецификации и выделения нейробластов в этой ткани восстанавливается целостность, даже в отсутствие зиготического E-cadherin (Tepass et al., 1996; Uemura et al., 1996), заново экспрессируемый E-cadherin, по-видимому, необходим для поддержания пластичности и морфогенетических движений AJ в этой ткани.
Harris and Tepass (2008) попытались показать, что Cdc42 и Par белки регулируют доставку компонентов AJ и белков апикальной полярности в вентральной эктодерме, чтобы поддерживать стабильность AJ перед лицом клеточных перестроек. И опять целостность AJ специфичеки нарушалась в вентральной нейроэктодерме после снижения активности Cdc42, что опосредовалось экспрессией доминантно-негативной конструкции или в результате мутаций потери функции. Снижение активности Cdc42 также ведет к неправильной локализации белков как соединений, так и апикальной полярности в вентральной эктодерме, включая α- и β-catenin, апикальные Par белки, Crumbs, и PatJ. Опять же все эти дефекты могут быть восстановлены путем блокирования спецификации и вычленения нейробластов. Исследование генетических взаимодействий подтвердило, что эти дефекты целостности AJ сопровождаются Cdc42-зависимыми изменениями в эндоцитозе и доставке белков апикальной полярности, таких как Crumbs.
Интересно, они также показали, что апикальные Par белки (Bazooka/Par3, Par6 и aPKC) действуют вместе с Cdc42 в регуляции эндоцитоза в этой системе, т.к. мутации потери функции для каждого из генов фенокопируют cdc42 фенотип (Harris and Tepass, 2008). Авт. предложили модель, согласно которой Cdc42 вместе с комплексом Par необходим, для снижения эндоцитотического потребления апикальных белков и для обеспечения прогрессии апикальных грузов из ранних в поздние эндосомы. С этим согласуется необходимость в активном рециклинге мембраны для поддержания пластичности AJ, а Rab11, малая GTPase, необходимая для рециклинга пузырьков, также необходима для поддержания целостности эпителия в вентральной эктодерме (Roeth et al., 2009).
Связь между Cdc42, апикальными Par белками и эндоцитозом соединений выяснилась в работах с др. системами. В культуре клеток млекопитающих и Rac и Cdc42 активности необходимы для модуляции актинового цитоскелета, чтобы повлиять на эндоцитоз E-cadherin (Akhtar and Hotchin, 2001; Izumi et al., 2004). Также RNAi скрининг по геному C. elegans (Balklava et al., 2007) показал, что Cdc42 и Par белки способствуют эндоцитозу. Недавно было показано, что белки комплексов Par модулируют и являются субстратом для dynamin-опосредованного эндоцитоза в зиготах C. elegans (Nakayama et al., 2009).
Кроме того, в двух исследованиях использовали наблюдение за живыми клетками и клонирование соматических генетических мутаций, чтобы исследовать взаимодействия между Cdc42 и AJs в развивающемся нотуме куколок или дорсальном тораксе мух (Georgiou et al., 2008; Leibfried et al., 2008) и было установлено, что потеря функции Cdc42, Par6 или aPKC ведет к разрушению AJ и образованию эктопических соединительных структур. При использовании трансмиссионной ЭМ для получения картин электрон-плотных AJ, снижение активности Cdc42 ассоциировало с экстенсивным распространением соединений (Georgiou et al., 2008). Существенно, что сходный фенотип наблюдался, когда функция dynamin, белка необходимого для отрезания clathrin-покрытых эндоцитотических пузырьков, ингибировалась (Hill et al., 2001), это указывало на неспособность к правильному эндоцитозу у этих мутантов. В этой системе, в противоположность эмбрионам Drosophila (Harris and Tepass, 2008), Cdc42, Par6 и aPKC, по-видимому, способствовали обороту AJ, это открывает возможность того, что существуют тканеспецифические роли для комплекса Cdc42-Par6-aPKC в регуляции оборота соединений.
Cdc42 является важным регулятором актинового цитоскелета и , как известно, соединяется и активирует WASp, который в свою очередь, способствует нуклеации актина посредством комплекса Arp2/3 (Takenawa and Miki, 2001; Pollard, 2007). В согласии с этими находками, и WASp и компоненты Arp2/3 комплекса необходимы для поддержания целостности AJ в нотуме куколок (Georgiou et al., 2008; Leibfried et al., 2008). Динамика F-actin, как было установлено, необходима на многих стадиях образования и отшнурования клатрином-покрытых пузырьков (Yarar et al., 2005), и как WASp, так и Arp2/3 комплекс выступают как ключевые нижестоящие мишени в обеспечении эндоцитоза (Sokac et al., 2003; Martin et al., 2006). Кроме того, недавние доказательства на клетках C. elegans и млекопитающих предполагают, что WASp и F-BAR домен содержащий TOCA (transducer of Cdc42-dependent actin assembly) белки участвуют как в доставке мембранам, так и в морфогенезе эпителия (Giuliani et al., 2009; Bu et al., 2010). Семейство белков TOCA регулирует динамику актина посредством WASp-взаимодействующего SH3 домена и дополнительно соединяются и деформируют мембрану посредством домена BAR, который может запускать образование инвагинаций плазматической мембраны. Это позволяет белкам TOCA способствовать интернализации белков плазматической мембраны (Itoh et al., 2005). В согласии с этим мнением и то, что единственный Drosophila TOCA белок, Cip4, вносит вклад в доставку E-cadherin к нижестоящему Cdc42 (Leibfried et al., 2008). Следовательно, комплекс апикальной полярности Cdc42-Par6-aPKC, по-видимому, индуцирует локальную активацию белков семейства WASp и TOCA, чтобы управлять dynamin-обеспечиваемым эндоцитозом материала AJ и рециклингом E-cadherin комплексов (Fig. 2 B). Более того, это, по-видимому, важно для поддержания стабильности и пластичности соединений в ходе развития, даже в относительно стабильном эпителии.
Cdc42, Par6 и aPKC, кроме того, участвуют в регуляции активности Rho в соединениях, подтверждая экстенсивное взаимодействие между Rho GTPases, белками полярности Par и эндоцитотическими путями при поддержании AJs. Исследования глаз дрозофилы показали, что Cdc42-Par6-aPKC-обеспечиваемая регуляция апикальной активности Rho необходима для поддержания целостности AJ и регуляции апикального натяжения эпителиальных клеток (Warner and Longmore, 2009a,b).
AJ remodeling as a driving force for morphogenesis
Рост и развитие организма сопровождается сложными изменениями в форме клеток внутри эпителия, что неизбежно влечет за собой образование апикальных адгезивных соединений, которые прочные и пластичные. Более того, изменения в длине AJ играют критическую роль в управлении многими морфогенетическими процессами, от гаструляции до интеркаляции клеток. В некоторых исследованиях начато изучение динамики соединений, которая сопровождает и управляет этими процессами.
Dj время удлинения зародышевого диска дрозофилы ткань удвеивает свою длину и уменьшает вдвое толщину (Irvine and Wieschaus, 1994) в результате изменений индивидуальных межклеточных контактов, которые к изменениям соседних клеток внутри ткани и являются прямым результатом ремоделирования соединений (Fig. 4, A and B; Bertet et al., 2004; Zallen and Wieschaus, 2004; Blankenship et al., 2006). Используя E-cadherin GFP слитый белок, чтобы пометить AJs всех клеток внутри эпителия, наблюдали за поведением AJ в течение удлинения зародышевого диска и установили направленное ремоделирование соединений (Bertet et al., 2004; Blankenship et al., 2006). Эти перестройки клеток нуждаются в поляризованном распределении белков, которые локализуются в кортексе на уровне AJ. Среди них, myosin II и F-actin асимметрично располагаются на сторонах (interfaces), которые сжимаются в ходе удлинения зародышевого диска (интерфейсы между передними и задними клетками зародышевого диска), в то время как E-cadherin, Armadillo/β-catenin и Bazooka/Par-3 концентрируются на интерфейсах, которые увеличиваются во время удлинения зародышевого диска (Fig. 4 A; Bertet et al., 2004; Zallen and Wieschaus, 2004; Blankenship et al., 2006). Недавняя работа подтвердила, что активатор myosin II Rho киназа необходима для ограничения локализации Bazooka/Par-3 на кортексе, предупреждая их локализацию в соединениях области сжатия (de Matos Simoes et al., 2010). Эти результаты указывают на то, что актомиозиновая сеть обеспечивает со временем контракцию соединений. Кроме того, активность Rho и myosin II, как было установлено, дестабилизирует AJs, и, напротив, Bazooka/Par-3, как было установлено, способствуют стабильности AJ (Sahai and Marshall, 2002; Harris and Peifer, 2004; Chen and Macara, 2005). Хотя myosin II может способствовать обмену соседями благодаря контракции границ одиночной клетки, высокое натяжение actin-myosin II кабелей (Fernandez-Gonzalez et al., 2009), стягивающих множественные пары клеток, также участвующих в образовании рисунка многоклеточных розеток внутри ткани, которые разрешаются направленным способом, обеспечивая элонгацию ткани (Fig. 4 B; Blankenship et al., 2006). Кроме того, Rauzi et al. (2010) показали, что анизотропия (неравномерность) в локализации кадерина в соединениях обнаруживает склонность проистекать из медиальной actin-myosin сети, чтобы поляризовать натяжение в соединениях во время интеркаляции. Следовательно, асимметрия межклеточных адгезий и контрактильность комбинируются, чтобы управлять интеркаляцией. Сходным образом, эксперименты на крыльях мух показали, что упаковка и генерация полярности эпителиальных клеток в плоскости эпителия связаны (Classen et al., 2005) и ремоделируются параллельно в ответ на внешние силы (Aigouy et al., 2010).
Figure 4.
Different effects of actomyosin-mediated constriction during tissue remodeling. (A) Cell intercalation requires a polarized redistribution of proteins within the plane of the epithelium to limit remodeling to specific junctions. Before cell intercalation, actin and myosin (blue) as well as E-cadherin, Armadillo/?-catenin, and Bazooka/Par-3 (red) localize uniformly at the cortex. At the onset of cell intercalation, planar symmetry is broken, with F-actin and myosin II concentrating at anteroposterior interfaces (blue). Conversely, Bazooka/Par-3, E-cadherin, and Armadillo/?-catenin accumulate at dorsoventral interfaces (red). This limits actomyosin contractility to the anteroposterior interfaces (blue arrows). (B) The same polarized redistribution of proteins is required to form actomyosin cables that span multiple pairs of cells. Contraction results in the formation of multicellular rosettelike patterns. Blue arrows represent contractile activity. (C) The apical actomyosin medial weblike network (blue) can force apical constriction by shortening all junctions. (D) Basally localized and highly polarized actomyosin parallel bundles (blue) force an oscillating directional constriction at the base of the cell.
Гаструляция др. крупное событие ремоделирования ткани, нуждающееся в координации сужений апикальных клеток в мезодерме, которые нуждаются в пути Rho1-Rok1 и активности myosin II (Tan et al., 1992; Barrett et al., 1997; Nikolaidou and Barrett, 2004; Dawes-Hoang et al., 2005). Недавно Drosophila afadin гомолог Canoe, как было установлено, необходим для связи актомиозинового цитоскелета с AJ во время апикальных сужений в мезодерме (Sawyer et al., 2009). Эти апикальные сужения в мезодерме мух, как полагают, обусловлены пульсовой контрактильностью актомиозина, управляемой с помощью медиальной актомиозиновой паутинообразной сети (Fig. 4 C; Martin et al., 2009). Следовательно, во время гаструляции мезодерма использует др. актомиозиновую сеть по сравнению с таковой эктодермы во время удлинения зародышевого диска, при этом первая сеть усиливает апикальные сужения, а последняя использует локальную кортикальную концентрацию актина и миозина, чтобы управлять интеркаляцией клеток. В этих экспериментах на эмбрионах Drosophila, в которых дифференциальная регуляция и координация медиального актомиозина и актомиозина соединений являются критическими факторами в детерминации пути динамики и морфогенеза AJ. Т.о., эктодермальные клетки, по-видимому, активно репрессируют апикальные сужения, обеспечиваемые образованием медиальной актомиозиновой паутинообразной сети (Bertet et al., 2009).
Актиномиозиновая паутинообразная сеть необходима также, чтобы способствовать апикальным сужениям аминиосерозы во время дорсального закрытия у Drosophila (Gorfinkiel et al., 2009; Solon et al., 2009). Амниосероза является слущивающимся эпителием, соединяющим эпидермис эмбриона и необходимый для преобразований эпидермальной ткани во время эмбрионального развития (Jacinto and Martin, 2001). В дополнение к Rho активности и актиновому цитоскелету, показано, что Par комплексы участвуют в регуляции апикальных сужений внутри этого эпителия (David et al., 2010). Каждое пульсовое сокращение актомиозина, как было установлено, базируется на повторной сборке и разборке актомиозиновой сети. Более того, исследования генетических взаимодействий подтвердило, что Bazooka/Par3, Par6 и aPKC поддерживают активность миозина и детерминируют скорость и продолжительность пульсоввых сокращений.
Осциллирующие сокращения актомиозина наблюдались также на базальной клеточной поверхности эпителиальных фолликулярных клеток яйцевой камеры
Drosophila (He et al., 2010). Однако, чем случайно ориентированная паутина актомиозина, скорее базальные актомиозиновые волокна организованы в параллельные пучки, как это наблюдается в случае апикально-базальных волокон, организованных в параллельные пучки вдоль дорсо-вентральной оси (Fig. 4 D). Это ведет к сокращениям, которые являются направленными и ведут к изменению длины клеток вдоль дорсо-вентральной оси. Эти контракции однако, временные ( в отличие от апикальных сокращений). Здесь клетки не меняют своей формы, а скорее сжатие генерирует силу, которая ограничивает форму подлежащей ткани (He et al., 2010). Скопление базального актомиозина нуждается в активности Rho, а также в кадерином-обеспечиваемой адгезии, но, кроме того, оно оказывается предметом регуляции посредством взаимодействий между клеткой и ВКМ. Итак, выявляется сложная картина с участием взаимодействий путей, которые детерминируют расположение, ориентацию и тип сил, генерируемых для управления специфическими морфогенетическими движениями.
Trafficking in mediating cell rearrangements
Внутриклеточная направленная миграция участвует также в регуляции интеркаляции клеток в трахеях
Drosophila (Shaye et al., 2008; Shindo et al., 2008). Здесь интеркаляция клеток происходит в эпителиальных трубках, вызывая удлинение трубок, что сопровождается уменьшением окружности трубок. Интеркаляция клеток трахей базируется на миграторном поведении ведущего кончика клеток веточки трахеи, которое генерирует тянущие усилия, способствующие интеркаляции (Ribeiro et al., 2002). Поразительно, объем эпителиальной трубки остается неизменным, в то же время межклеточные соединения ремоделируются во внутриклеточные соединения, как только завершается интеркаляция. Shaye et al. (2008) показали, что эндоцитоз необходим для интеркаляции в трахеях с помощью чувствительного к температуре аллеля shibire (Drosophila dynamin) и доминантно-негативного Rab5, который заметно снижает интеркаляцию в дорсальной веточке. Напротив избыточная экспрессия доминантно негативного Rab11, белка, необходимого для рециклинга пузырьков (Fig. 2 C), вызывает неподходящую интеркаляцию. Используя YFP-нагруженную Rab11 конструкцию, они наблюдали накопление апикального Rab11 в дорсальном стволе во время стадии, когда клетки в других веточках интеркалировали. Авт. показали, что специфичный для ствола транскрипционный фактор Spalt и его мишень dRip11, позитивный регулятор Rab11 (Li et al., 2007), необходимы и достаточны для накопления апикального Rab11, наблюдаемого в дорсальном стволе. Увеличенное Rab11-опосредованное целенаправленное перемещение ведет к увеличению E-cadherin соединений и к ингибированию интеркаляций. Следовательно, имеется, по-видимому, асимметрия в натяжении (обеспечиваемая с помощью миграторного кончика клеток) в противовес E-cadherin-обеспечиваемой адгезии, как это наблюдается в эмбриональной эктодерме
Drosophila (Bertet et al., 2004; Blankenship et al., 2006). Интересно, что тянущие силы, по-видимому, способствуют интеркаляции во всех веточках за исключением активно ингибированных с помощью Spalt (Ribeiro et al., 2004). Фактически, использование внешних сил в эксплантах
Xenopus laevis достаточно для индукции интеркаляции (Beloussov et al., 2000), это подтверждает, что тянущие силы могут также провоцировать реакцию обычной интеркаляции в клетках позвоночных и, что консервативный механизм регулирует перестройки клеток. Этот механизм использует (a) асимметрию натяжения, которая регулируется с помощью миозина, актиновых филамент и активности Rho; (b) асимметрию адгезии, которая обеспечивается с помощью кадеринов и эндоцитоза, рециклинга и доставки кадерина в специфические домены внутри клеток; и (c) белки полярности, предоставляющие позиционную информацию, необходимую для генерации этой асимметрии.
Conclusions
A common theme emerging from the numerous studies highlighted here, which combine cell biological approaches in cultured cells with genetic approaches, mostly in Drosophila and C. elegans, is that a surprising molecular complexity is required to maintain homeostasis within an epithelium. Multiple intracellular pathways, which impinge on one another to a great degree, have been implicated in multiple aspects of the establishment and remodeling of epithelial AJs, polarity, and morphology. Furthermore, the same molecular machinery that is required to form and regulate AJs, polarity and the actomyosin cytoskeleton, also appears to play a critical role in driving and coordinating the diverse array of collective cell movements that underlie developmental morphogenesis.
It now seems that AJ regulation requires a constant turnover of AJ proteins, so that even in a stable epithelium, AJs have to be considered as dynamic structures. The inherent plasticity of the AJ appears to be required to maintain junction integrity, as any disruption to the turnover of AJ components leads to a loss of tissue stability. This may imply that junctional complexes have a limited shelf life and require replenishing to maintain adhesion. Alternatively it would be reasonable to assume that, even in stable epithelia that do not undergo any major cell rearrangements, a certain level of reorganization of cell interactions would be required for tissue maintenance and to respond to changes in internal and external mechanical forces over time, especially during processes such as cell division and cell death.
The diverse cell shape changes and movements that are required for complex morphogenetic processes to take place can be stripped down to the regulation of two core mechanical properties: cell–cell adhesion and contractility (Montell, 2008). The asymmetric localization of cortical myosin II and F-actin to shrinking junctions together with the enrichment of E-cadherin and junctional proteins to nonshrinking junctions to drive cell intercalation is a perfect example of this. The localization of a contractile force to specific junctions is required to break tissue homeostasis and force cell movements. Implicated in this process are polarity complexes and Rho GTPases, which are required to asymmetrically localize proteins, remodel the actin cytoskeleton, and pattern and regulate protein trafficking. Additionally, cell–cell adhesion and cortical tension have been implicated in directing tissue organization during several developmental processes in which cell rearrangements, such as cell sorting and compartmentalization, are required (Hayashi and Carthew, 2004; Krieg et al., 2008; Landsberg et al., 2009; Manning et al., 2010; Monier et al., 2010).
It is also apparent that the subcellular localization of the actomyosin cytoskeleton must be tightly regulated to control different cell shape changes. Depending on the tissue and stage of development, constriction can be limited to the medial region of the apex, to junctions in some cells, or to the basal surface in others. Constriction forces can also be focused to a single junction, allowing polarized cell movements to take place. In each case, actomyosin is required, but its localization, organization, and regulation determine its effect. The observation that intercalating epithelial cells have to actively inhibit constriction highlights the fact that these cells possess the ability to form several cytoskeletal structures and carry out numerous cell shape changes. It is the coordinated regulation of the cytoskeleton in all cells within the epithelium that allows complex morphogenetic events to take place.
Сайт создан в системе
uCoz
