Механистически цитоплазматические PLA энзимы могут влиять на структуру и функцию комплекса Гольджи несколькими способами [3]. Во-первых, они могут непосредственно регулировать образование мембранных тубул и пузырьков благодаря продукции позитивных индуцируемых изогнутостью (curvature-inducing) lysophospholipids [16]. Во-вторых, PLA энзимы могут генерировать липидные продукты, которые рекрутируют эффекторные белки на домены мембраны Гольджи [17]. В-третьих, они могут генерировать lysophospholipids и жирные кислоты, которые влияют на нижестоящую сигнальную трансдукцию и метаболические пути. Наконец, изменения в структуре мембраны могут возникать посредством механизмов, которые не зависят от активности липазы. Открытие 4-х разных цитоплазматических PLAs, которые регулируют комплекс Гольджи, явилось неожиданным, указывая на новые функции для этих энзимов и открывая неожиданный уровень сложности структур и мембранного трафика Гольджи.
cPLA2a является повсеместно экспрессируемой цитоплазматической Group IV PLA2 (название гена PLA2G4A). Это наиболее изученная цитоплазматическая PLA2
15, 18 (Table 1). cPLA2a содержит C2 Ca
2+-связывающий домен, который необходим для транслокации на мембраны. После соединения с мембраной происходит гидролиз фосфолипидов, с помощью активного сайта PLA2a диады serine-aspartic acid (Figure 1). cPLA2a, лучше всего, известна своей центральной ролью в обеспечении биогенеза eicosanoid в клетках животных, катализируя высвобождение arachidonic кислоты из мембранных фосфолипидов
15 and 18. Arachidonic кислота и её метаболиты, включая prostaglandins и leukotrienes, которые продуцируются с помощью cyclooxygenases и lipoxygenases, соотв., являются биоактивными липидами, которые обеспечивают разнообразные процессы, включая воспаление, контракции гладких мышц и клеточный рост [14].
Figure 1. Domain structures of Гольджи- and ERGIC-associated PLA enzymes. cPLA2a contains a large a/Я hydrolase domain with residues S228 and D549 comprising the active site dyad. It also contains a C2 Ca2+-binding domain that is necessary for translocation to Гольджи membranes. PAFAH Ib comprises a1 and a2 homo- or heterodimers together with LIS1. The indicated residues form the active site triad. iPLA2-β contains a patatin lipase domain, with an active site at S519, and seven ankyrin repeats (I-VII). iPLA1γ contains an S351 residue, which when mutated to alanine (A) abolishes catalytic activity, a DDHD2 domain that is conserved with iPLA1Я, a WWE domain predicted to mediate protein-protein interactions in ubiquitination and ADP-ribosylation systems, and a SAM domain (sterile alpha motif) that can mediate both homo- and hetero-oligomerization.
Хотя в ранних работах и была предположена роль активности PLA2 в регуляции различных внутриклеточных событий мембранного трафика [3], наблюдение, что cPLA2a регулирует структуру и функцию комплекса Гольджи оказалось неожиданным. Первые указания на существование этой возможности были получены, когда cPLA2a, как было установлено, влияет на перенос секреторного груза и рекрутирование комплекса Гольджи в ответ на временное увеличение в цитоплазме Ca2+ и др. стимулов19-22. Недавние работы23,24 подтвердили и предоставили новую информацию об этой предполагаемой роли cPLA2a в функции Гольджи.
Эти недавние исследования расширили ранние работы, которые обнаружили, что cPLA2a рекрутируется на комплекс Гольджи в эндотелиальных клетках после достижения слияния21, 22, демонстрируя, что cPLA2a вносит вклад в доставку мембранных белков к соединительным комплексам в сливающихся эндотелиальных клетках [24]. RNAi и специфические энзимные антагонисты были использованы, чтобы показать, что потеря cPLA2a предупреждает доставку VE-cadherin, occludin и claudin-5 в межклеточные контакты, приводя к накоплению этих трансмембранных белков в комплексе Гольджи.
Остаются некоторые мучительные вопросы относительно регуляции с помощью cPLA2a структуры и функции Гольджи. cPLA2a обнаруживает строгое предпочтение к фосфолипидам с sn-2 arachidonyl acyl цепочками, указывая тем самым, что гомеостаз arachidonyl-содержащих фосфолипидов может быть критическим для регуляции структуры и функции Гольджи. Молекулярные механизмы, которые нацеливают cPLA2a специфически на мембраны Гольджи, а также мембраны ER и ядро, почти не установлены [18]. Было предположено, что относительные количества phosphatidylcholine (PC), холестерола и/или ceramide-1-phosphate в мембранах Гольджи могут диктовать сродство cPLA2a к этим органеллам26-28. Кроме того, C2 домен cPLA2a обеспечивает её Ca2+-зависимую транслокацию в комплекс Гольджи complex [18]. Когда этот домен связывает Ca2+, то электростатический потенциал поверхности петли, связующей Ca2+, снижен и ассоциация нейтрализованного C2 домена с мембранами органеллы в целом и с PC в частности, оказывается успешной29-31. Очевидно, что C2 домен cPLA2a обладает тенденцией связывать cis и медиальные регионы комплекса Гольджи, тогда как родственные C2 домены в protein kinase Ca и synaptotagmin обладают избирательностью к TGN и плазматической мембране [19]. Это уникальное свойство cPLA2a C2 домена может, следовательно, объяснить роль cPLA2a в транспорте внутри Гольджи и кажущееся отсутствие ферментативной функции в обеспечении трафика, связанного с TGN или плазматической мембраной. Наконец, связывание cPLA2a с мембранами Гольджи нуждается в меньших количествах цитозольного Ca2+, чем связывание с ER [19]. Это наблюдение согласуется с возможностью, что крупное увеличение концентрации внутриклеточного Ca2+ меняет биологическую функцию cPLA2a с регуляции транспорта внутри Гольджи на обеспечение массивной генерации arachidonic кислоты мембранами ER.
Рекрутирование cPLA2a на мембраны Гольджи, по-видимому, является результатом временного и локального высвобождения Ca2+ из этой органеллы, которое происходит в ответ на увеличение трафика секреторного груза23, 32. Сигнальный каскад, обеспечиваемый KDEL рецепторами, который инициируется из комплекса Гольджи в ответ на прибытие груза из ER, также может регулировать этот процесс [33]. Транслокация cPLA2a на мембраны необходима, но недостаточна для каталитической активности и необходим энзим фосфорилирования для максимальной каталитической активности in vitro и in vivo [34]. Механизмы, с помощью которых преходящие Ca2+ и фосфорилирование белка скоординировано регулируют активность cPLA2a на мембранах Гольджи in vivo, предстоит ещё определить.
Наконец, нокаут cPLA2a у мышей не приводит к выраженным дефектам в росте или жизнеспособности
35, 36. Более того, ряд пациентов с врожденным дефицитом cPLA2a из-за мутаций потери функции в обоих аллелях cPLA2a приводит к глобальной пониженной продукции eicosanoid и страданиям от язв кишечника, а также от дисфункции тромбоцитов
37-39. Эти данные демонстрируют, что активность cPLA2a сама по себе недостаточна для жизнеспособности организма и предполагают, что др. PLA2 активности компенсируют потерю активности или устранение этого энзима у человека и у модельных животных, соотв. [18]. В подтверждение этого скрининг siRNA, с помощью которых экспрессия PLA2s Group IV, VI, VII и VIII PLA2 семейства были в нокдауне в cPLA2a-дефицитных фибробластах, показали, что энзим Group VIIIA, PAFAH Ib a1, также вносит вклад в антероградный транспорт секретируемого груза посредством комплекса Гольджи [23]. Эти данные показывают, что перекрывающиеся пути PLA2 могут обеспечивать перенос внутри Гольджи.
PAFAH Ib
Открытие, что PAFAH Ib участвует в Гольджи трафике, было неожиданным. PAFAH Ib это белковый комплекс, состоящий из двух PLA2 субъединиц, a1 (название гена PAFAH1B3) и a2 (название гена PAFAH1B2) и димера из третьей не-каталитической субъединицы, dynein регулятора Lis1 (название гена PAFAH1B1) (Figure 1; Table 1). Субъединицы a1 и a2, которые на 63% идентичны по аминокислотам, могут сформировать каталитически активные, Ca2+-независимые гомо- и гетеродимеры, со скромными различиями в скорости гидролиза и предпочтении субстрата40-42. Активный сайт содержит каталитическую триаду из serine, aspartic acid и histidine43, 44. PAFAH Ib был первоначально очищен на основании его способности гидролизовать внеклеточный, воспалительный сигнальный липид PAF, который имеет acetyl группу в своей sn-2 позиции45, 46. Последующие исследования, однако показали, что цитоплазматический PAFAH Ib не участвует в глобальном подавлении передачи сигналов PAF47, 48. Вместо этого, и a1 и a2 частично локализуются на мембранах Гольджи, а очищенные каталитически активные, но неактивные, субъединицы индуцируют в мембранах Гольджи образование тубул в бесклеточных восстанавливающих системах [49]. Эксперименты по нокдауну и избыточной экспрессии показали, что как активность PLA2, так и связывание Lis1 важны для сборки и поддержания комплекса Гольджи. RNAi нокдаун и эксперименты по восстановлению демонстрируют, что повторная экспрессия дикого типа, но не каталитически неактивного a1 восстанавливает экспорт из TGN на клеточную поверхность, показывая, что активность PLA2 в PAFAH Ib вносит вклад в секреторную эффективность. Снижение как на a1, так и a2 уровнях приводит в результате к фрагментации Гольджи, ERGIC и TGN на многочисленные 'мини-стеки', указывая тем самым, что PAFAH Ib играет роль в динамическом образовании мембранных тубул, которые связывают стеки Гольджи в интактные полосы (ribbon) (Figure 2). Наблюдения над живыми клетками, обработанными PLA2 и антагонистами dynein подтвердили важность этих белков для сборки Гольджи, зависимого от мембранных тубул, в интактные полосы [50].
Эти результаты подтверждают, что PAFAH Ib может связывать PLA2-обеспеичваемое образование мембранных тубул с последующим перемещением вдоль микротрубочек (Figure 3). Недавнее исследование показало, что Lis1, этиологический фактор лизэнцефалии у человека [51], рекрутирует dynein на плюс концы микротрубочек [52]. Оказавшись на плюс конце активность dynein стимулируется с помощью Ndel1, известного партнера по связыванию Lis1 и dynein [53]. Такая активация д. позволить Lis1-dynein-Ndel1 комплексу транспортировать груз на минус концы микротрубочек [54]. Мы предполагаем, что каталитические димеры a1 и a2 , будучи связанными с Lis1, инициируют PLA2-зависимое изгибание мембраны, формируя тем самым мембранные тубулы. Затем, Lis1 соединяется с Lis1-Ndel1-dynein комплексом, облегчая перемещение к минус концам мембранных тубул вдоль микротрубочек в направлении центра, организующего микротрубочки. Этот механизм объединяет образование мембранных тубул Гольджи с dynein моторами для сборки и поддержания центрально расположенных, интактных полос Гольджи. Сегодня неизвестно, являются ли какие-либо фенотипы lissencephaly результатом функциональных изменений в комплексе Гольджи.
Figure 3. Model integrating membrane curvature produced by the PLA2activity of PAFAH Ib a1 and a2 with Lis1-mediated dynein transport along microtubules. PAFAH Ib initiates outward membrane curvature to generate a membrane tubule, which can be pulled/extended along microtubules (MT) by Lis1 and Ndel interactions with dynein. Dynein may be able to carry the membrane tubule towards the minus end of microtubules, facilitating the convergence of the Гольджи stack and positioning at the microtubule organizing center (MTOC, minus end of the microtubules).
Помимо ERGIC, Гольджи и TGN, различные эндосомные компартменты обладают выпячиваниями мембранных тубул, которые, как было первоначально установлено, участвуют в сегрегации, сортировке и переносе рецепторов55, 56 и ингибируются с помощью PLA2 антагонистов57, 58. недавно, PAFAH Ib субъединицы a1 и a2 были также найдены, расположенными на ранних sorting эндосомах и на эндоцитотическом recycling компартменте (Figure 2) [59]. RNAi нокдаун и эксперименты по избыточной экспрессии показали, что a1 и a2 необходимы для образования тубул эндосомных мембран и преобразования transferrin и рецепторов transferrin из эндосом, функции. которые зависят т активности PLA2, но не зависят от Lis1. Эти результаты показали, что PAFAH Ib a1 и a2 могут действовать в разных компартментах, контролируя образование мембранных тубул, которые вносят вклад во внутриклеточный трафик.
Эти результаты ставят некоторые вопросы. Во-первых, PAFAH Ib обнаруживает строгое
in vitro предпочтение к субстрату в отношении PAF и его аналогов, которые обладают acetyl группой в позиции sn-2 , и являются обычно ассоциированными с передачей внеклеточных сигналов во время воспаления [60]. Неясно, служит ли PAF также в мембранах Гольджи и эндосом или if PAFAH Ib гидролизует др. субстраты
in vivo. Во-вторых, a1
-/-a2
-/- мыши являются почти нормальными за исключением некоторых дефектов в сперматогенезе самцов
47, 48, указывая, что др. цитоплазматические PLA2 энзимы компенсируют их потерю. В-третьих, хотя a1 и a2 могут формировать функциональные гомо- и гетеродимеры, разные исследования показали, что они не полностью перекрываются. Напр., a1
-/- не имеют обнаружимого фенотипа, тогда как a2
-/- мыши имеют легкие дефекты сперматогенеза
47, 48. Кроме того, a1 и a2 имеют разные предпочтения к phospholipid head group, каталитические скорости, когда связаны с Lis1, онтогенетические паттерны экспрессии [61] и неврологические фенотипы на мутантных фонах [62]. В соответствии с этими исследованиями нокдаун индивидуальных a1 или a2 приводит к заметно отличающимся эффектам на морфологию Гольджи и секреторный трафик (M. Bechler and W. Brown, unpublished results). Поэтому можно предположить, что a1 гомодимеры и a2 гомодимеры обладают как перекрывающимися, так и отличающимися функциями.
iPLA2-β
iPLA2-β относится к Group VI семейства цитоплазматических, Ca2+-независимых PLA2 энзимов (также наз. iPLA2B, GVIA-2 iPLA2 и PNPLA9; gene name PLA2G6) (Table 1) [15]. У человека iPLA2-β повсеместно экспрессирует 85-kDa белок с 7 ankryin повторами и активным сайтом серина внутри консенсусного мотива липазы (GXSXG) в C-терминальном домене patatin (Figure 1). iPLA2-β может давать несколько сплайс-вариантов. Полной длины белок (также наз. L-iPLA2) каталитически активен, но с довольно низким предпочтением к субстрату из жирных кислот [63], тогда как два более мелких альтернативно сплайсированных варианта, ankryin-iPLA2-1 и ankryin-iPLA2-2, лишены липазного активного сайта. Интересно, что эти каталитически неактивные варианты, по-видимому, модулируют активность L-iPLA2, а соотношение L-iPLA2 к ankryin-iPLA2 предопределяет общую iPLA2-β активность, по-видимому, в результате образования олигомеров [64]. iPLA2-β ассоциирует с разными функциями и патологиями, включая дифференцировку адипоцитов [65], секрецию глюкозой обусловленного инсулина [66] и нейродегенеративные болезни 8,67-69. Недавние исследования показали, чтоiPLA2-β играет роль в регуляции ERGIC посредством образования мембранных тубул [70].
ERGIC очень тесно ассоциирован с цис Гольджи, но рассматривается как компартмент, который не зависит от собственно Гольджи71, 72. Он состоит из сложного набора тубуло-везикулярных мембран, которые служат в качестве промежуточного компартмента в двунаправленном трафике между ER и комплексом Гольджи. ERGIC является активным местом образования пузырьков COPI для ретроградного перемещения обратно в ER [71]. Рекрутирование белков для COPI пузырьков в ERGIC и Гольджи мембраны нуждается в активации Arf семейства из GTP-связывающих белков с помощью известных для них guanine nucleotide exchanges factors (GEFs) [73]. Двойной нокаут Arf1 и Arf4 вызывает дисперсию COPI белков и стимуляцию ERGIC мембранных тубул [74]. Отпочкование COPI пузырьков ингибируется с помощью BFA, который образует абортивные BFA:Arf-GEF комплексы, предупреждая тем самым активацию Arf [75]. Так, следствием воздействия BFA и siRNA-обусловленного нокаута Arf GEFs, является генерация ERGIC и Гольджи мембранных тубул вместо пузырьков76, 77.
Эти недавние исследования предоставили доказательства, что ERGIC мембранные тубулы зависят от iPLA2-β в условиях нокдауна Arf1 и Arf4 [70]. Во-первых, используя наблюдения за живыми клетками, авт. установили, что ERGIC мембранные тубулы постоянно растут и сокращаются в объеме в клетках с нокдауном Arf1 и Arf4, но что общая морфология ERGIC остается в основном неизменной. Во-вторых, образование ERGIC мембранных тубул ингибируется антагонистами Ca2+-независимых PLA2 энзимов, но не Ca2+-зависимыми энзимами. Эти наблюдения, т.о., исключают cPLA2a. Более определенные доказательства получены при siRNA нокдауне, который показал, что пониженные уровни L-iPLA2 ингибируют ERGIC мембранные тубулы, формируемые в Arf1/4-дефицитных клетках. Более того, iPLA2-β транслоцируется из цитоплазмы в ERGIC мембраны после нокдауна Arf1/4. Важно. что эффекты нокдауна iPLA2-β на ERGIC тубулы не были ограничены специализированными условиями Arf1/4-дефицитных клеток, поскольку ERGIC мембранные тубулы, которые формировались вследствие экспериментов по температурному сдвигу, были редуцированы сходным образом. Хотя точная функция этих мембранных тубул не полностью определена, секреторные грузы могут перемещаться между ERGIC кластерами посредством мембранных тубул.
Эти результаты строго вовлекают iPLA2-β в образование ERGIC мембранных тубул (Figure 2). Это указывает на то, что Arf1/4 может негативно регулировать активность iPLA2-β, это было установлено с помощью методов снижения взаимодействия с Arf1. Т.о., потеря Arf1/4 д. активировать iPLA2-β и усиливать формирование ERGIC мембранных тубул. В соответствии с ролью в мембранном трафике, iPLA2-β рекрутируется на околоядерный регион Гольджи в ответ на секреторные стимулы в панкреатических β-клетка[ [78], а секреция инсулина уменьшается у PLA2G6-нулевых мышей [79].
Интересно, что мутации в гене человека
PLA2G6 приводят к тяжелым нейрологическим нарушениям у детей, включая infantile neuroaxonal dystrophy (INAD) и идиопатическую neurodegeneration with brain iron accumulation (NBIA) [80], которые были воспроизведены на модельных мышах
81, 82. Эти аутосомно рецессивные нейродегенеративные нарушения, теперь называются как PLA2G6-associated neurodegeneration (PLAN), они вызывают тяжелуе когнитивную и моторную регрессию [83]. PLA2G6 нокаутные мыши также обнаруживают др. дефекты, включая нарушенную гиперконтрактильность в эндотелиальных клетках [84]. Сегодня связь между функцией iPLA2-β в ERGIC и болезненными проявлениями в виде PLAN непонятна, но можно предположить, что нервные нарушения могут возникать в результате дефектов секреторного трафика.
iPLA1γ
iPLA1γ (название гена DDH2) является phosphatidic acid (PA)-специфичным PLA1 энзимом85, 86 и членом iPLA1 семейства белков, которые также включают PA-iPLA1 (iPLA1a) и p125 (iPLA1β) (Table 1) [87]. iPLA1 энзимы гидролизуют sn-1 связь фосфолипидов, продуцируя lysophospholipids и жирные кислоты и участвуют в разных функциях, включая мембранный трафик (Figure 1). Напр., iPLA1β млекопитающих участвует в регуляции функции ER-Гольджи и взаимодействует с компонентом COPII пузырьков Sec23p 88, 89.
Хотя iPLA1γ локализуется в комплексе Гольджи его роль в регуляции мембранного трафика менее ясна, чем роль др. PLAs. Избыточная экспрессия iPLA1γ приводит к дисперсии ERGIC и Гольджи. На базе результатов siRNA нокдауна, было предположено, что iPLA1γ участвует в BFA-индуцированном ретроградном трафике из комплекса Гольджи в ER, и в поддержании морфологической целостности комплекса Гольджи [85]. Последующие исследования, однако установили, что siRNA использованная в этих исследованиях вызывает также off-target потерю Rab6 [86], ключевую GTPase, участвующую в ретроградном трафике [90], которая может быть ответственна за ретроградный трафик и фенотип потери Гольджи. Используя др. siRNAs, которые не вызывают снижение Rab6, потеря iPLA1γ не ингибировала BFA-индуцированные мембранные тубулы и не разрушала структуру Гольджи [86]. Вместо этого, потеря iPLA1γ оказывала умеренный кинетический эффект на трафик чувствительного к температуре vesicular stomatitus virus G protein (VSV-G) из комплекса Гольджи в плазматическую мембрану, но не из ER в комплекс Гольджи. Интересно, что iPLA1γ , по-видимому, более тесно ассоциирована с цис Гольджи, и она обнаруживает быстрые циклы появления и исчезновения на мембранах Гольджи. В отличие от каталитически неактивной PAFAH Ib [49], мутантный каталитический серин (S351A) в iPLA1γ снижает её способность локализоваться на мембранах Гольджи [85].
Как в точности iPLA1γ вносит свой вклад в Гольджи трафик, неясно. Если она первоначально локализуется в цис Гольджи, то мы можем ожидать, что её раннее функционирование в Гольджи и не связано непосредственно с экспортом из TGN. Единственная возможность, что iPLA1γ вносит вклад в антероградный транспорт через стеки Гольджи, осуществляя свой эффект на ранней стадии (Figure 2). Также остается неясным, необходима ли phospholipase активность iPLA1γ для её функции в Гольджи, это может быть важным для понимания её потенциальной роли в трафике.
Concluding remarks
Cytoplasmic PLA enzymes historically have been associated with signal transduction pathways; however, the reports reviewed here show that these enzymes have important functions in directly regulating membrane structure and function. Indeed, membrane tubule formation via the activity of cytoplasmic PLA enzymes has been understudied for many years, and we have just begun to reveal a new layer of complexity in the regulation of trafficking through the Гольджи complex. Although many unresolved questions remain or have arisen (Box 2), recent studies have shed light on a long-standing puzzle: what is the molecular relationship between membrane tubules and COPI-coated vesicles? Using in vitro reconstitution assays, a recent study revealed an intimate relationship between COPI-coated vesicles and membrane tubules, mediated by the opposing activities of cPLA2a and the integral membrane lysophospholipid acyltransferase LPAAT3(?) [91]. The studies suggest that COPI proteins first drive bud formation from Гольджи membranes, and then tubules or vesicles can arise depending on the relative strength of cPLA2a and LPAAT3(?) activity. Following COPI bud formation, cPLA2a promotes the formation of COP1 membrane tubules, whereas LPAAT3(?) promotes the fission of vesicles. These results are consistent with earlier studies that found that LPAAT3(?), a lysophosphatidic acid-specific acyltransferase, negatively regulates membrane tubule formation [92]. Thus, under normal conditions, the formation of COPI vesicles would be dictated by a balance between cPLA2a and LPAAT3(?) activity. PLA2-driven membrane tubules, however, do not depend on COPI proteins to initiate membrane bending, as clearly demonstrated by in vitro reconstruction experiments [49] and BFA treatment in vivo 76, 93, 94 and 95.
Box 2. Outstanding questions
•
Do PLA2 enzymes modify the shape of membranes by producing positive curve-inducing lysophospholipids and/or by recruiting other factors that also contribute to tubule formation?
•
What are the molecular mechanisms used to recruit cytoplasmic PLA enzymes specifically to Гольджи subcompartments and not to other organelles?
•
How are the activities of these enzymes spatially and temporally regulated in response to secretory load?
•
Have all of the PLA enzymes directly involved in regulating Гольджи (and endosome) function been identified?
•
Why do the Гольджи complex, ERGIC and TGN respond to BFA by inducing massive membrane tubular networks?
Another important question to address is: how are PLA enzymes targeted to the Гольджи complex? With the exception of cPLA2a, for which insights into enzyme targeting have begun to emerge, the mechanisms by which other PLAs selectively target organelle membranes remain unclear. One possible mechanism was recently suggested by the observation that PAFAH Ib a1 selectively binds to phosphatidylinositol 3- and 4-phosphate (PI3P and PI4P) [59], which are specific markers for endosomes and the Гольджи complex, respectively 96 and 97. In addition, bioinformatic analyses of molecular interaction or co-expression database resources for molecules that interact with PLA enzymes may also provide starting points for interrogating this question.
The exact mechanism(s) by which PLA enzymes produce membrane curvature to generate tubules is not clear and will require reconstitution systems to definitively address this issue. The two hydrolysis products, lysophospholipids and fatty acids, may directly initiate membrane shape change by altering curve-inducing properties in one leaflet of the membrane [98]. Inhibiting the metabolism of arachidonic acid to downstream products does not prevent PLA2-dependent membrane tubulation, at least in some circumstances, thus arguing that accumulation of positive curve-inducing lysophospholipids is important 3, 4 and 23. Lysophospholipids and fatty acids may also aid in recruiting effector proteins to drive tubule and vesicle formation [98]. In addition, they may indirectly serve as secondary messengers to induce longer-term effects or be funneled into other metabolic pathways. Finally, hydrolysis-independent mechanisms could also influence tubule formation. The enzymes themselves could contribute to membrane bending by virtue of their interaction with the cytoplasmic leaflet. For example, the C2 domain of cPLA2a inserts into membranes when bound to Ca2+[18], and the C2 domains of other proteins, such as synaptotagmin and Doc2, also insert into membranes and induce tubule formation 99, 100 and 101. Thus, the C2 domain of cPLA2a could play a similar role. In addition, Гольджи membrane tubule formation in vivo is often facilitated by microtubules and their associated motor proteins [102]. PLA2 enzymes and microtubule motors may interact to coordinate membrane tubule formation, as evidenced by the connection between PAFAH Ib, Lis1 and dynein [49]. However, the details of these interactions and whether other PLA2 enzymes have cytoskeletal associations remain unclear. Future studies will no doubt focus on the molecular mechanisms by which PLA enzymes are integrated into the extensive machinery that controls the functional organization of the Гольджи complex.
Сайт создан в системе
uCoz
Figure 2. PLA enzymes that regulate the structure and function of the Гольджи complex and endosomes. cPLA2a localizes to the Гольджи complex and mediates the formation of membrane tubules that facilitate anterograde transport through the cisternal stack. The a1 and a2 PLA2 catalytic subunits of PAFAH Ib localize to multiple Гольджи cisternae, early sorting endosomes (ESEs), and the endocytic recycling compartment (ERC). These enzymes contribute to membrane tubule formation that links cisternal stacks into intact Гольджи ribbons and to those that facilitate endocytic recycling of transferrin and its receptor from ESEs and the ERC. In addition, loss of a1 and a2 inhibits export from the TGN, although it is not clear if this involves membrane tubules. iPLA2-β localizes specifically to the ERGIC where it mediates the formation of membrane tubules that bridge between separate ERGIC clusters. iPLA1γ appears to localize primarily to the cis Гольджи and may influence anterograde transport through the cisternal stack.