Subcellular contractility in cell shape changes

Клетки могут деформироваться без внешних воздействий с помощью субклеточной сокращаемости. Напр., во время деления клетка сужает свою мембрану, чтобы разделиться на две дочерние клетки; эпителиальные слои изгибаются и формируют трубки или удлиняются вследствие стереотипический изменений формы; мигрирующие клетки сокращаются и подтягивают свои клеточные тела. Все эти примеры проявления субклеточной сократительности. Сокращаемость это проявляющееся свойство мириад актиновых филамент, взаимодействующих с миозиновыми моторами, которые движут эти филаменты относительно др. др., используя энергию от гидролиза АТФ и поперечные связи, которые временно стабилизируют конфигурации актомиозиновой сети [1, 2]. Изменения клеточной формы нуждаются в очень тонкой пространственной и временной регуляции контрактильности субклеточного актомиозина. Составлена почти полная картина биохимических путей, участвующих в этом процессе [3].

Актомиозиновые сети обладают свойствами самоорганизации и могут отвечать и приспосабливаться к биохимическим и механическим стимулам. Токи актомиозинов могут также транспортировать свои собственные регуляторы ([4] and below), и т.о., являются предметом сложной биомеханической регуляции.

Мы попытаемся понять работу актомиозиновой сократимости, которая обеспечивает субклеточное распределение, а также пространственную и временную динамику сети актомиозина. Для этого необходима интеграция биохимической и механической регуляции. Более того, динамика актомиозина участвует в механизмах распределения миозина в клетках, так как это происходит во время цитокинеза или в эпителиальных клетках (see below), и обеспечивает более аккуратное описание распределения и эволюцию сил во время изменения клеточной формы. Это создает возможности для извлечения общих принципов сократимости путем рассмотрения трех очень различных процессов, охарактеризованных на высоком уровне количественного анализа: цитокинез, клеточная подвижность и изменения формы эпителиальных клеток.

Хотя имеется множество типов миозинов, мы сфокусируемся в основном на не мышечном myosin-II (MyoII).

Biochemical control of MyoII distribution

Mechanical properties of actomyosin networks

Сократительная способность возникает в результате взаимодействия между многочисленными актиновыми филаментами, молекулярным мотором MyoII и поперечными сшивателями 1 и 2. MyoII образует гексамер: две тяжелые цепи (MHC), две по существу легкие цепи и две регуляторные легкие цепи (RLC) [5]. Активность мотора MyoII достигается с помощью N-терминального глобулярного домена тяжелой цепи (обычно называемого 'head' регионом), который содержит сайты связывания актина и АТФ, тогда как C-терминальная часть содержит α-спиральные coiled-coil домены, которые необходимы для формирования гомодимеров (Figure 1a). Следующими за моторным доменом являются два IQ мотива, которые соотв. соединяются с основными и регуляторными легкими цепями. MyoII ATPase активность связана с циклическим присоединением и отсоединением актиновых филамент [6]. Гидролиз АТФ и высвобождение фосфата выделяет и снабжает энергией для конформационного изменения, которое вызывает движение актина (the 'powerstroke'), тогда как АДФ диссоциирует и замещается с помощью АТФ, освобождая мотор от актина. Промежуток времени, когда MyoII присоединяется к актину в состоянии генерировать силу, назван коэффициентом загрузки.

Figure 1. Biochemical pathways controlling MyoII activation and minifilament assembly. (a) MyoII conformational change upon phosphorylation of its RLC by multiple kinases (top). RLC: regulatory light chain, ELC: essential light chain. Assembly into minifilaments (controlled by phosphorylation of the heavy chain) and MyoII association with actin filaments (bottom). The red arrows represent sliding actin filaments. (b) Unbranched actin filaments (left) and dendritic actin network (right) and their respective capacity to form the antiparallel arrays necessary to build up tension. Black arrows show the movement of MyoII motors on actin, the red arrows represent contractility at the mesoscopic scale.

Активность мотора MyoII не может вызывать контрактильную активность сама по себе. В самом деле, одиночные гексамеры MyoII являются однополюсными и плохо преобразуются [7]. Однако они могут собираться в биполярные минифиламенты, состоящие из нескольких ассоциированных хвост-к-хвосту MyoII гексамеров [8 and 9] (Figure 1a). Минифиламенты являются биполярными и высоко processive. Они генерируют контрактильность, натягивая актиновые филаменты противоположной полярности (антипараллельные). MyoII минифиламенты и актин формируют контрактильную сеть, чьи механические свойства базируются на моторной активности [1 and 2], организации актиновой сети (плотности антипараллельных филамент, разветвленности в противоположность не разветвленности филамент) (Figure 1b) и на поперечных связях актина [10], включая filamin [2 and 11], α-actinin [1 and 12] или сам MyoII [13], которые временно стабилизируют конформации актиновых сетей в условиях стресса.

Актомиозиновые сети обладают определенными свойствами в разное время и на пространственной шкале. Внешние стрессы, прикладываемые к актомиозиновой сети, генерируют разное мезоскопическое поведение в зависимости от временной шкалы, как это иллюстрируется при использовании in vitro воспроизведения актомиозиновых сетей [14]. После быстрой деформации (секунды), она будет сохранять энергию и реагировать эластично, генерируя высокие напряжения внутри сети. Однако долговременные (десятки секунд до минут) деформации позволяют актиновым филаментам ремоделироваться и скользить, а оборот поперечных сшивателей (crosslinkers), которые будут рассеивать энергию fluid-like способом (вязкость) (Glossary). Как результат актомиозиновые сети будут ползти или течь. Вязко-эластичное поведение сети отражает баланс между множественными факторами. Активность по поперечному связыванию делает систему ригидной и усиливает жесткость [1, 2, 10, 11 and 12]. Моторная активность усиливает текучесть в сетях, бедных поперечными сшивками, тогда как они усиливают жесткость в сетях с большим числом поперечных связок [2 and 13]. Наконец, оборот актина, моторов и поперечных сшивателей увеличивает текучесть [15]. Проявления вязкостных и эластичных свойств видны как в клетках, так и тканях. Эластичность может стабилизировать клеточную форму и предупреждать нежелательные деформации, тогда как вязкостные свойства придают пластичность, необходимую для деформации.

Обнаруживаемые свойства актомиозиновых сетей могут быть проиллюстрированы на трех основных примерах: цитокинезе (сужение экваториальной мембраны с помощью актомиозинового контрактильного кольца); миграции клеток по 2D или в 3D субстратах, где актин и MyoII необходимы как для фронтальной экспансии, так и подтягивания тыла; и эпителиальный морфогенез, при котором деформации клеток в основном управляются с помощью сконцентрированных апикально актомиозиновых сетей.

Во всех случаях контрактильность регулируется пространственно и во времени. Анизотропное распределение напряжений, которое может быть измерено разными способами ([16]), отражает различия в субклеточной регуляции MyoII и является основной причиной клеточных деформаций. Мы обсудим механизмы регуляции MyoII, приняв на момент, что системы находятся в квази-устойчивом (quasi-steady) состоянии и что определенные биохимические пути осуществляют пространственно-временной контроль активации MyoII и контрактильности актомиозина.

Regulation of MyoII phosphorylation

Основной акцент был сделан на активации MyoII с помощью фосфорилирования. MyoII регуляторная легкая цепь (RLC) фосфорилируется по чрезвычайно консервативным остаткам (T18 и S19) с помощью множественных киназ ([17] and Figure 1a), таких как ROCK (Rho-associated coiled coil-containing kinase) и citron kinase (обе активируются с помощью RhoA), MRCK (myotonic dystrophy kinase-related Cdc42-binding kinase, activated by Cdc42) и MLCK (myosin light chain kinase, activated by Ca²⁺).

Ингибирование миозиновых фосфатаз (исключительно с помощью ROCK) также может модифицировать активацию MyoII. Фосфорилирование RLC вызывает изменения во взаимодействии голова-хвост MHC, делая возможным соединение с F-актином, активность АТФазы и сборку минифиламент [18 and 19]. Регуляция MyoII также осуществляется посредством фосфорилирования его тяжелых цепей с помощью MHCK у Dictyostelium или с помощью casein kinase II (CK II) и protein kinase C (PKC) в клетках млекопитающих, это ингибирует сборку минифиламент [20, 21, 22, 23, 24 and 25] (Figure 1a).

Пространственная и во времени регуляция контрактильных сил в основном изучалась путем расшифровки контроля фосфорилирования RLC с помощью разных киназ и соотв. их вышестоящих регуляторов [3].

Клеточная миграция нуждается в локальной сократительной активности. Разные способы миграции достигаются в зависимости от типа клеток и субстрата. Миграция по 2D субстрату использует массивную полимеризацию актина по фронту, чтобы проталкивать ведущий край, а контрактильная активность в тылу, чтобы подтягивать заднюю часть клетки и разрушать адгезивные точки (фибробласты и кератиноциты). 3D миграция (нейтрофилы или амёбы) базируется на проталкивании с помощью гидростатического давления (so-called blebbing; below) и подтягивании задней части за счет кортикальной контракции. Миграция фибробластов на адгезивном субстрате изучалась десятилетиями [26] и является наиболее известным примером клеточной миграции. Перемещение клетки может быть в основном подразделено на две фазы: выпячивание ведущего края, сопровождаемое подтягиванием задней части [27]. Фаза ретракции базируется на MyoII-зависимой контрактильной активности. В задней части, MyoII в основном локализуется в стрессовых волокнах (28 and 29 for review; Figure 2a). Их структура напоминает организацию миофибрилл; они состоят из актиновых и MyoII пучков, с попеременными псевдопериодическими дисками из α-actinin, поперечного сшивателя актина. Малая GTPase RhoA необходима и достаточна для построения стрессовых волокон [30] , а активация RhoA может быть воспроизведена с помощью её нижестоящего эффектора ROCK [31]. Более того, ингибирование ROCK значительно снижает натяжение стрессовых волокон, измеренное с помощью устранения лазером [32]. Т.о., в первом приближении контрактильность задней части в основном контролируется локальным фосфорилированием MyoII с помощью пути RhoA-ROCK.

Figure 2. Steady state control of contractility during cell migration, cytokinesis and epithelial morphogenesis. (a) Migrating fibroblast on a 2D adhesive substrate. (Left) Different families of stress fibers with different architectures are present in the cell. (Right) Biochemical pathways controlling the formation and stability of stress fibers. (b) Regulation of contractile ring formation during cytokinesis. (Left) Schematic of a dividing cell showing the role of microtubules as well as the centralspindlin complex and their involvement in RhoA activation at the equator. (Right) Biochemical pathways controlling MyoII recruitment in the contractile ring. (c) Apical constriction in epithelial cells. (Left) Schematic of Drosophila mesoderm cells undergoing apical constriction and the pathway regulating RhoGEF2 delivery at the medial apical site of the cell. (Right) Biochemical pathway controlling MyoII recruitment during apical constriction in Drosophila mesoderm.

Во время цитокинеза сужение мембраны достигается с помощью экваториального обогащения актином и MyoII в контрактильном кольце. Фосфорилирование MyoII RLC абсолютно необходимо для сборки кольца (17 and 33 for review). Многие белки регулируют активацию MyoII во время цитокинеза, включая киназы ROCK и миозиновые фосфатазы и в меньшей степени MLCK [17]. Хотя citron киназа также была описана, как участвующая в фосфорилировании MLC во время цитогенеза [34], она в основном необходима на поздних ступенях цитокинеза (abscission), как полагают, для стабилизации др. регуляторов MyoII (таких как anillin) независимо от фосфорилирования MLC [34, 35, 36 and 37]. RhoA frnbdbhetn ROCK, f ROCK может ингибировать миозиновую фосфатазу [38] (Figure 2b). Т.о., RhoA является центральным регулятором сборки контрактильного кольца [39] и её активность обязательна для формирования контрактильного кольца и клеточного деления [40 and 41]. Какой же сигнал запускает активацию RhoA на экваторе? Известно, что центральное веретено является принципиальным регулятором положения контрактильного кольца [33], это указывает на связь между организацией микротрубочек (MT) и активацией RhoA. Цикл RhoGTPases между GTP-связанным активным состоянием и GDP-связанным неактивным состоянием. Активация результат локального баланса активаторов (guanine nucleotide exchange factors, GEFs), и ингибиторов (GTPase activating proteins, GAPs) [42]. Локальная активация RhoA во время цитокинеза прежде всего достигается с помощью локализации на экваторе GEF Ect2 (pebble у Drosophila) [43 and 44]. Высвобождение на экваторе Ect2 зависит от комплекса, ассоциированного с центром веретена, наз. centralspindlin (reviewed in [45]; Figure 2b). Срединная зона MTs рекрутирует kinesin Mklp1 (ZEN-4 у Caenorhabditis elegans, pavarotti у Drosophila), который соединяется с GAP MgcRacGAP/CYK4/RacGAP50C (соотв. в клетках млекопитающих, C. elegans и Drosophila). Последний, как только фосфорилируетcя с помощью polo киназы (Plk1), может рекрутировать Ect2 на экватор [46]. Следовательно, пространственно-временной контроль RhoA зависит от RhoGEF Ect2 во время цитокинеза.

эпителий является крепкой тканью, состоящей из поляризованных клеток, строго прикрепленных др. к др. Но несмотря на это они подвергаются существенному моделированию во время развития, заживления ран или прогрессирования опухолей. Некоторые из этих событий ремоделирования используют контрактильную активность, включая инвагинации клеток, межклеточные интеркаляции и ротацию [47]. Разные морфогенетические процессы зависят от разного распределения MyoII и активности растяжимости в клетках (Figure 2c). MyoII является первым регулятором вдоль апико-базальной оси. Напр., инвагинации клеток спираклей у эмбрионов Drosophila нуждаются в апикальном обогащении MyoII, это базируется на ограниченной активации RhoA в апикальном домене. Её активация контролируется с помощью локализации апикальных RhoGEFs (RhoGEF2 и RHOGEF64C) базо-латерального RhoGAP (Cv-c), они ограничивают активацию RhoA небольшим апикальным доменом [48]. Во время гаструляции у асцидий, MyoII рекрутируется последовательно в апикальном и базо-латеральном кортексе, приводя к апикальному сужению и апико-базальному укорочению [49]. Апикальная локализация нуждается в RhoA и ROCK, тогда как более позднее базо-латеральное обогащение не нуждается, это подтверждает существование др. (неизвестного) пути, контролирующего базо-латеральную активацию MyoII. Апикальный домен эпителиальных клеток часто обнаруживает разные популяции MyoII: соединительный пул, локализованный в слипчивых соединениях, и медиальный апикальный пул. Во время гаструляции у Drosophilaинвагинация мезодермы инициируется за счет сужений апикальных частей клеток. Это обеспечивается с помощью RhoA-зависимого накопления в медиальной апикальной части MyoII, который в конечном итоге и сжимает апикальную поверхность клеток [50, 51, 52 and 53]. Апикальная активация RhoA контролируется с помощью накопления в медиальной апикальной части RhoGEF2[ 50, 51 and 54]. RhoGEF2 соединены с MTs посредством связывающего белка на плюс конце EB1 и высвобождаются специфически в апикальном домене после взаимодействия с медиальным апикальным трансмембранным белком T48 и активируют Ga12/13 белок concertina 54 и 55 (Figure 2c). Формирование нервной трубки у позвоночных также использует сужение апикальной части клеток, но нуждается в обогащении MyoII в соединительном апикальном домене [56]. Это контролируется с помощью белка, связывающего актин, shroom [56, 57, 58 and 59], который локально рекрутирует ROCK и затем управляет активацией MyoII в клеточных соединениях [59]. Наконец, контрактильная активность может быть также поляризована в апикальной плоскости. Наиболее документированный пример наблюдается у Drosophila во время удлинения зародышевого диска (germband extension (GBE)), при этом вентро-латеральный эпителий подвергается двенадцатикратному удлинению вдоль передне-задней оси (Figure 5a below). Это обеспечивается с помощью межклеточной интеркаляции, характеризующейся поляризованным ремоделированием соединений [60, 61, 62 and 63]. Накопление MyoII в дорсо-вентрально ориентированных соединения вызывает анизотропное напряжение и это сокращает в объеме эти соединения , чтобы сделать возможным безвозвратное образование новых соединений вдоль передне-задней оси [ 62, 63, 64 and 65]. Для этого необходимо обогащение ROCK в сокращающихся соединениях [66] , а также в поляризованной локализации RhoGEF2 [67].

Несмотря на очевидные различия между этими тремя примерами, контроль сократительной активности базируется на сходных принципах. Локальная активация RhoA ведет к фосфорилированию MyoII RL, это основной способ регуляции сократимости. Ограниченная локализация GEFs и GAPs играет жизненно важную роль во время этого процесса и будущие успехи позволят расшифровать, как они локализуются в разных субклеточных компартментах. Однако, фосфорилирование MyoII RLC не всегда достаточно, чтобы вызывать контрактильность. Напр., хотя фосфорилирование RLC необходимо для морфогенеза у Drosophila [68 and 69], но экспрессия phosphomimetic формы не вызывает аберрантной локализации MyoII и может устранять эндогенное уменьшение RLC [69 and 70]. Это указывает на существование др. игроков, регулирующих контрактильность в пространстве и во времени независимо от фосфорилирования MyoII RLC (below).

MyoII isoforms

У млекопитающих разные гены кодируют MHC и RLC. Имеется три охарактеризованных MHC гена: MYH9, MYH10, MYH14, которые соотв. кодируют MHC II A, B, C [3]. Изоформы MyoII обладают разными свойствами, а также разными функциями. В самом деле, одна изоформа не может заместить др. во многих биологических контекстах [71 and 72].Это можно объяснить их разными биохимическими свойствами, включая активность ATPase (наивысшая для MyoIIA) [73], duty ratio (наивысшее для MyoIIB) [73 and 74], и кинетика удаления ADP (наиболее продолжительная на MyoIIB) [75], это подтверждает разные функции. MyoIIA д. быть быстрым мотором, который эффективен для быстрого ремоделирования и адаптивной контрактильной активности, тогда как MyoIIB д. быть более медленным и строго связан с актином и поэтому это мощный стабилизирующий фактор, резистентный в высокому натяжению. Это подтверждено локализацией и ролью каждой изоформы в миграции клеток и в эпителиальных клетках. Во время миграции клеток MyoIIA является динамическим и располагается по фронту клетки, чтобы формировать пучки актина, а также контрактильной задней части [76]. MyoIIB является стабильным и ассоциирован с уже сформированными пучками актина в центре и задней части клетки. В эпителиальных клетках MyoIIA и MyoIIB могут обнаруживаться в слипчивых соединениях, но их способы рекрутирования и роли различны [77]. Слипчивые соединения содержат адгезивный трансмембранный белок E-cadherin (E-cad), косвенно закрепленный на окружающем актомиозин поясе. MyoIIA, чье рекрутирование обеспечивается RhoA/ROCK и MLCK, необходим для созревания zonula adherens,, по-видимому, путем рекрутирования в соединения E-cad, тогда как MyoIIB, контролируется с помощью Rap1, влияет на стабильность пояса вокруг актомиозина и натяжение. Т.о., MyoIIA участвует в формировании соединений, тогда как MyoIIB необходим для становления высокого натяжения, которое, по-видимому, необходимо для противостояния механическим силам.

Итак, MyoII изоформы могут генерировать разные контрактильные сети: деформирующая сеть, базируется на MyoIIA быстрой ATPase активности, а стабилизирующая сеть базируется на строгой активности по поперечному связыванию, MyoIIB. Интересно, что имеется только одна изоформа MyoII у мух и червей [3], хотя деформирующая и стабилизирующая сети актомиозина уже описаны (напр., во время инвагинации мезодермы Drosophila [53] и GBE [78]), подтверждая существование др. молекулярных эффекторов, контролирующих эти свойства.

Actin network organization and MyoII recruitment

MyoII минифиламенты д. быть ассоциированы с антипараллельными актиновыми филаментами, закрепленными на субстрате или ограниченными поперечным связыванием, чтобы вызывать натяжение. Т.о., организация актина важна, как и состояние фосфорилирования MyoII для регуляции контрактильности. Актиновые филаменты могут быть собраны в древовидные сети, чему способствует комплекс полимеризации ARP2/3 (actin-related protein 2 and 3), и в неразветвленные сети, контролируемые форминами (rev. [79]) или с помощью WH2 доменовых белков spire и cordon-bleu [80 and 81]. Эти два способа полимеризации актина создают разные архитектуры и свойства. Это наглядно в ведущем крае мигрирующих клеток: ARP2/3 вызывает крупномасштабные ундуляции клеточных мембран (наз. lamellipoda), формины участвуют в образовании временных и тонких выпячиваний мембраны (т. наз. filopodia). Однако, это различие не так просто, поскольку две популяции местами перемешаны и разветвленные филаменты могут быть неразветвленными под действием многих факторов [82, 83, 84 and 85]. Неразветвленные актиновые филаменты могут перестраиваться в антипараллельные массивы в результате двигательной активности MyoII, тем самым реогранизуется сеть и улучшаются рекрутирование MyoII минифиламент и контрактильность [86, 87 and 88]. Однако, древовидные сети состоят из поперечно связанных филамент и предположительно жестче [89]. Т.о., они д. нуждаться в неразветвленности или в разделке ствола, что делает возможным внутреннее ремоделирование и появление контрактильности (Figure 1b). В принципе, это д. модифицировать способность разных актиновых сетей обеспечивать натяжение. В самом деле, имеются многочисленные находки, подтверждающие важную роль организации актина в регуляции натяжения.

В мигрирующих клетках постоянная активация ROCK может формировать стрессовые волокна, но они не воспроизводят в точности свойства RhoA-индуцированных стрессовых волокон [90]. В самом деле, RhoA активирует также formin diaphanous (mDia1). Одновременная активация mDia1 и ROCK необходима для образования полностью функциональных стрессовых волокон [90] (Figure 2a). Т.о., организация актина является фундаментальным параметром стрессовых волокон и организации сократимости. Более того, разные категории стрессовых волокон с разными свойствами можно видеть в мигрирующих клетках [86]. Крупные и стабильные вентральные стрессовые волокна (described above) соединяют множественные локальные точки адгезии и формируются путем слияния временных актомиозиновых боковых дуг (с отсутствием соединения с фокальными адгезиями) и дорсальных стрессовых волокон (соединенных субстратом одним концом). Хотя дорсальные и вентральные стрессовые волокна для роста нуждаются в mDia1, боковые дуги только зависят от ARP2/3-обусловленной полимеризации актина (Figure 2a). Т.о., mDia1 и ARP2/3 строят разные контрактильные единицы, при этом mDia1-зависимыек волокна более стабильны.

Несколько принципов приложимо к формированию контрактильного кольца во врем цитогенеза. У C. elegans formin CYK-1 необходим для слияния MyoII фокусов в направлении контрактильного кольца [91]. В Drosophila S2 клетках, активация diaphanous с помощью RhoA, а также profilin/chickadee (a polymerization-promoting factor) оба необходимы для стабилизации MyoII в центральной зоне [92]. В клетках млекопитающих mDia2 также необходим для стабилизации MyoII на экваторе [93]. В обоих случаях, истощение Dia управляет эктопической локализацией компонентов контрактильного кольца (e.g. MyoII, RhoA, anillin) и случайными контракциями кортекса. Т.о., formins важны для стабилизации MyoII в течение длительного времени. Интересно, что diaphanous может также стабилизировать MTs [94]. Это подтверждает позитивную обратную петлю для активации RhoA посредством стабилизации MT, которая способствует локальной доставке GEF (Figure 2b).

Формины также участвуют в регуляции контрактильной активности во время морфогенеза эпителия. Во время Drosophila GBE, formin-индуцированная полимеризация актина (здесь, diaphanous) стабилизирует и усиливает MyoII соединительный пул, тогда как ARP2/3-обусловленная полимеризация предупреждает это и смещает MyoII в медио-апикальный регион [95]. Diaphanous может также способствовать рекрутированию MyoII в слипчивые соединения во время более поздних стадий развития Drosophila [96].

Итак, formin-индуцированная полимеризация актина связана со стабильным рекрутированием MyoII и необходима для создания высокого напряжения. Хотя рекрутирование MyoII в разные актиновые сети плохо исследовано in vitro, исследования in vivo предположили сильное влияние организации актина на контрактильные свойства.

Septins and tropomyosins

Рекрутирование MyoII также контролируется с помощью др. белков, которые формируют филаменты, включая septins и tropomyosins.

Septins это консервативные GTP-связывающие белки, которые могут собираться в гетеро-олигомерные филаменты in vivo и in vitro. Они участвуют в широком круге процессов, включая цитогенез, экзоцитоз и диффузионные барьеры [97]. Septins и actin взаимодействуют непосредственно и стабилизируют др. др. Более интересно, что septins участвуют в локализации MyoII во время интерфазы и цитокинеза. У млекопитающих septin2 непосредственно взаимодействует с MyoII и необходим для его стабилизации в стрессовых волокнах и контрактильном конце [98]. У C. elegans, septins также необходимы для асимметричной локализации MyoII в контрактильном кольце [99], приводя к неравной прогрессии борозды. Недавно участие septins было обнаружено в миграции Т лимфоцитов [100]. Нокдаун septin уменьшает кортикальную жесткость и ослабляет упорство миграции, но способствует миграции через мелкие поры. Итак, эти находки подтверждают роль septins в повышении жесткости клеточного кортекса и построении стабилизированной актомиозиновой сети. Однако точный биохимический эффект септинов на актомиозин не охарактеризован.

Tropomyosins представляют собой др. крупное семейство актин-связывающих белков, которые формируют филаменты в присутствии актина. Первоначально они были идентифицированы в мышцах как основной регулятор взаимодействия актин-миозин, и, следовательно, регулируют сокращения мышц [101]. Недавно установлено, что они также играют роль в регуляции MyoII в немышечных клетках. Во время клеточной миграции тропомиозины необходимы для стабилизации MyoII на стрессовых волокнах [102 and 103]. Интересно, что гиперактивация тропомиозинов ведет к потере ламеллиподий и к переднему выпячиванию зоны, содержащей дуги MyoII. Разные изоформы тропомиозинов (более 40 у млекопитающих) воздействуют на MyoII по-разному. Это подтверждено недавно на клеточной миграции. Tm1, Tm2/3 и Tm5NM1/2 стабилизируют актин в разных регионах стрессовых волокон, тогда как Tm4 необходим для инициального рекрутирования MyoII в образующиеся стрессовые волокна [104]. Т.о., сложность семейства тропомиозинов указывает на др. слой регуляции генерации напряжения актомиозина, хотя биохимическую и механическую роли тропомиозина еще предстоит выяснить.

Итак, пространственно-временная регуляция контрактильности мультифакториальная. Регуляция фосфорилирования RLC с помощью Rho за счет сегрегации GEFs и GAPs является основным способом. Микротрубочки могут играть центральную роль в этом пути посредством связывания и пространственного ограничения доставки GEFs, как в мезодерме Drosophila , так и во время цитокинеза. Комбинация разных изоформ MyoII и разнообразие организации актина, ассоциированной с др. белками филамент разнообразит пределы механических свойств актомиозина, генерируя или стабилизированные сети, которые способны противостоять высокому напряжению (напр., вентральные стрессовые волокна), или быстро ремоделируемые сети, участвующие в быстрых клеточных деформациях (напр., боковые дуги).

Spatial dynamics of actomyosin networks: flows

Актомиозиновые сети обнаруживают неожиданно богатую и сложную динамику, которая отражает их врожденную механику. В этом контексте распределение MyoII не может рассматриваться как пребывающее в квази-устойчивом состоянии, при котором его локализация просто отражает паттерн вышестоящих активаторов, как это считалось до сих пор. Необходимо кратко обозначить динамику актомиозина и активации MyoII в единой модели, которая предоставит более аккуратную картину того, как MyoII локализуется в клетке, какие силы перераспределяются динамически, как эти процессы контролируют скорость и степень клеточной деформации. Как было показано в предыдущем разделе актомиозиновые сети могут вести себя подобно жидкостям на длинной временной шкале. Например, токи актина и MyoII, возникающие во многих контестах.

Кортикальные токи актомиозинов описаны при цитокинезе, заживлении ран, клеточной миграции и смещении хромосом ([105] and Table 1). Пространственное перераспределение актомиозина in vitro спонтанно возникает после перемешивания актиновых филамент, MyoII и опосредуется количеством поперечных сшивателей [106]. In vivo это зависит от кинетики оборота и замен составных элементов актомиозиновой сети и нуждается в градиенте контрактильности и/или в обороте актина (below). Мы опишем 4 случая, отражающие общие свойства этих токов: цитокинез и образование контрактильного кольца, клеточная миграция по субстрату, клеточное blebbing и эпителиальный морфогенез.

Table 1. Actin and MyoII flows in a wide range of cell contexts*

Кортикальные токи хорошо охарактеризованы. В 1939 было предположено, что региональные сокращения в кортикальном слое, названном 'superficial plasmagel', могут управлять движением и делением белых кровяных клеток [105]. Затем были охарактеризованы токи актина и MyoII во многих примерах. Сюда вошли цитокинез [107], заживление ран [133], клеточная миграция [136], эмбриональный эпителий [78], зиготы C. elegans [78] и ооциты морских звезд [190 and 191]. Таблица суммирует основные характеристики этих токов.

Actomyosin flow in cytokinesis

Кортикальный ток в направлении экватора описан давно в делящихся клетках [105 and 107]. C тех пор этот ток изучен количественно с использованием покрытых кусочков на поверхности [108], инъекций флюоресцентного актина и миозина [109 and 110], а также прикрепленных белков [22, 111 and 112]. Actin и MyoII оба транспортируются в направлении контрактильного кольца. Кортикальный ток нуждается в MyoII ATPase и моторных активностях [22, 111 and 112], подтверждая, что контрактильная активность MyoII управляет током (Figure 3).

Figure 3. A gradient of contractility drives actomyosin flow inC. eleganszygotes and during cytokinesis. (Left) C. elegans zygote and the actomyosin wave. (Top) Initial localization of actin and MyoII and inhibition of contractility in the posterior pole by sperm centrosomes (blue dashed lines); A, anterior; P, posterior. (Middle) Resulting mechanical properties of the cortex. The red arrows represent the gradient of contractility (higher in the anterior pole). The size of the square symbolizes the relative contraction of cortical actomyosin (the anterior portion being more contracted). (Bottom) Resulting flow of actomyosin. Arrow width is proportional to flow speed. (Right) Flow of actomyosin during cytokinesis. (Top) Localization of actomyosin and microtubule organization. The central spindle promotes recruitment of MyoII at the equator (centralspindlin-dependent activation of RhoA), whereas astral microtubules inhibit MyoII recruitment at the periphery. The gradient of cortical RhoA activity is shown below. (Middle) Resulting mechanical properties of the cortex. Contractility (red arrows) is higher at the equator. (Bottom) Resulting centripetal actomyosin flow.

Первоначально было предположено, что полярная реляксация пред-стрессовой кортикальной актомиозиновой сети д. вызывать накопреление материала на экваторе и инициировать деление клетки [113]. Др. гипотеза постулировала роль предпочтительного рекрутирования MyoII на экватор во время сборки кольца. Экспериментальные доказательства сегодня подтверждают существование двух перекрывающихся механизмов накопления MyoII на экваторе [22, 91, 92, 111, 112 and 114]. Истощение компонентов centralspindlin комплекса и пертурбации центральной части веретена, оба нарушают локализацию на экваторе RhoGEF (see above) и предупреждают стабилизацию MyoII в кольце, но не временное накопление MyoII в целом на экваторе [43, 91 and 92]. Сходным образом блокирование активности MyoII ATPase и мутации моторного домена MyoII, оба блокируют ток актомиозина, но не предупреждают предпочтительное накопление MyoII в экваториальной зоне [111, 112 and 115]. Несмотря на доказательства. указывающие на существование перекрывающихся механизмов, их соотв. механический вклад в сужение мембраны мало исследован экспериментально.

Ток выполняет и др. роль помимо транспорта актина и MyoII в направлении экватора. Токи актомиозина д. способствовать перестройке актиновых филамент в пучки и это д. усилить стабилизацию MyoII и напряжение кольца [116]. В самом деле, гидродинамика тока актина по теории достаточна, чтобы переориентировать филаменты тангенциально к актомиозиновому кольцу [117]. MyoII также усиливает оборот актина на экваторе [118 and 119], подтверждая, что градиент MyoII может также устанавливать градиент оборота актина. Более того, Rac, которая способствует полимеризации актина посредством активации ARP2/3 [79], гиперактивирована в полярном кортексе [120]. Итак, это д. усиливать ток посредством polarized polymerization/depolymerization актина и актинового конвейера, как это наблюдается при миграции клеток (below). Взаимное ингибирование и антагонизм между Rac и RhoA [121 and 122] l/ предоставлять др. позитивную обратную связь, которая усиливает различия между полюсами и экватором. Несмотря на это, нокауты rac не вызывают очевидных ошибок в цитокинезе млекопитающих, червей или мух [123, 124 and 125]. Интересно, что усиление деполимеризации актина в кольце в купе с сильным поперечным связыванием, д. также механически участвовать в сужении мембраны, независимо от моторной активности MyoII [126]. Итак, ток участвует в цитокинезе в формировании контрактильного кольца благодаря транспорту актомиозина в направлении к экватору, а также последующей стабилизации MyoII в кольце благодаря перестройке актина. MyoII д. также воздействовать на оборот актина, это д. усиливаться током с помощью конвейера.

Что контролирует интенсивность и направленность тока? Актомиозиновый ток в основном генерируется за счет градиента контрактильной активности. Это хорошо охарактеризовано в зиготе C. elegans - вследствие оплодотворения кортикальный актомиозин подвергается глобальному току прочь от места проникновения спермия, при этом контрактильность актомиозина ослабляется [4 and 127] (Figure 3). Этот ток не возникает за счет реляксации пред-стрессового эластичного материала. В самом деле, это происходит в течение достаточно длительного времени (десятки сек.), чтобы позволить рассеяться стрессу за счет ремоделирования и рециклинга компонентов актомиозина и, следовательно, базируется на жидкость-подобных свойствах актомиозина [4 and 127]. Градиент контрактильности вызывает механическую неустойчивость, которая ведет к току актомиозина в направлении области с наиболее сильными притягиванием. Вязкость актиновой сетевой структуры предопределяет длину шкалы, на которую распространится ток [127]. Интересно, что этот механизм может также участвовать в некоторых позитивных обратных связях. Во-первых, перераспределение MyoII с помощью потока д. умножать градиент контрактильности [4 and 127]. Более того, ток актомиозина, как было установлено, транспортирует белки полярности (такие как Par3, Par6 и PKC3). Этот процесс может поддерживать ток посредством позитивного эффекта белков полярности на кортикальную сократимость [4]. Т.о., ток актомиозина может нуждаться только в небольшом инициальном отклонении в распределении контрактильности и может быть усилен с помощью таких биохимических обратных связей.

Эта модель может быть приложима к цитогенезу. Предпочтительное рекрутирование MyoII на экватор д. сходным образом создавать градиент контрактильности и генерировать ток в направлении контрактильного кольца (Figure 3). Однако ток всё ещё происходит после разрушения зависимой от centralspindlin активации RhoA [43, 91 and 92], подтверждая, что др. механизмы могут оказывать влияние на контрактильность. В самом деле, астральные и центральные MTs действуют совместно по локализации контрактильного кольца [91 and 114]. В клетках млекопитающих, целевая деполимеризация астральных MTs путем воздействия лекарств ведет к широкому накоплению актомиозина и RhoA в центре, а также эктопических RhoA точек, индуцирующих волны MyoII в остальном кортексе [116]. Это подтверждает, что астральные MTs негативно регулируют Rho и MyoII, тем самым ограничивают их локализацию экватором (гипотеза 'astral inhibition' [128]). Этот негативный эффект астральных MTs на рекрутирование MyoII был также описан у C. elegans [91]. Более того, деполимеризация MT ускоряет и увеличивает ток MyoII в ооцитах Xenopus [129 and 130]. Т.о., астральное ингибирование рекрутирования MyoII может вносить вклад в анизотропию кортикального напряжения и управлять током актомиозина в направлении экватора. Неожиданно, две популяции MTs (астральные и центральной части веретена) оказывают противоположные эффекты на активацию RhoA. Это может быть объяснено относительной стабильностью каждой популяции MT; стабильные центральные MTs поставляют GEFs в кортекс, тогда как динамические астральные MTs секвестрируют GEFs поскольку их кратковременное взаимодействие с кортексом не предоставляет достаточно времени для доставки [131].

Интересно, что образование контрактильного кольца напоминает субклеточное заживление ран [132]. Локальное устранение внутри клетки управляет формированием актомиозина стягивающего троса, который в конце концов закрывает отверстие. Это кольцо заправляется актомиозиновым током, который нуждается как в RhoA для закрытия раны, так и в активации Cdc42 на периферии [133 and 134]. Здесь, RhoA управляет током актомиозина в направлении раны, тогда как Cdc42 управляет локальной полимеризацией актина посредством активации ARP2/3 с помощью Scar-WASP комплексов [79]. Микротрубочки являются также ключевыми регуляторами тока в этом контексте [134 and 135]. В самом деле микротрубочки непосредственно транспортируются в направлении раны с помощью тока актомиозина и в результате усиливают сборку актина и MyoII в ране [135]. Из этих множественных обратных связей возникает точно самоорганизованный аппарат, способный быстро закрывать любую дырку в клетке.

MyoII flow in the lamellipodium

Механизм экспансии ведущего края мигрирующих клеток является одним из наиболее охарактеризованных примеров тока актина. В кератоцитах ток актина управляется с помощью локальной полимеризации разветвленного актина по фронту lamellipodium и деполимеризации (обеспечиваемой с помощью ADF/cofilin) в задней части lamellipodium, которая осуществляет рециклинг пула мономерного актина [136]. Это вызывает по большому счету конвейерное перемещение актина и соотв. ретроградный ток актина в клеточной системе координат. Интересно, что накопление MyoII в задней части lamellipodium вызывает деполимеризацию актина в кератоцитах [137], и, следовательно, участвует в организации тока актина (хотя и совместно с др. механизмами).

Токи обладают более сложными свойствами в мигрирующих клетках по адгезивному субстрату (Figure 4). В самом деле, два противоположных тока актина были охарактеризованы в системе координат клетки. Ретроградный ток, исходящий из из ведущего края, преимущественно связан с конвейерным перемещением актина [3, 138 and 139]. Антероградный ток, обеспечиваемый сокращениями стрессовых волокон, приносящий актиновые филаменты к фронту [139]. Конвергенция двух потоков создается в зоне накопления G-actin в нескольких микрометрах от ведущего края (наз. 'convergence zone').

Figure 4. Flow of actin and MyoII in the leading edge of an adhesive migrating cell. The intensity and direction of actin flows are represented in the left column (red, high speed; yellow, low speed). The red and green graded triangles represent the relative contribution of treadmilling versus contractility in the flows. The leading edge can be subdivided into three zones: the lamellipodium, characterized by a high rate of polymerization and high retrograde flow; the lamellum, containing MyoII, maturing focal adhesions and transverse arcs, with slower retrograde flow; and the convergence zone, at the intersection of retrograde and anterograde flows, containing a high quantity of G-actin. Red arrows represent actin polymerization or depolymerization (if directed respectively toward or away from actin filaments). Transverse arcs are formed by the coalescence of the front F-actin induced by MyoII contractility.

На более мелкой шкале ведущий край адгезивных клеток также может быть подразделен на две соседние зоны с разной динамикой актомиозина и механическими свойствами [138]. На фронте, где концентрируются ARP2/3 и ADF/cofilin, lamellipodium характеризуется высокой скоростью полимеризации актина и высоким ретроградным током. lamellum находится 1-3 µm позади фронта мембраны в неразрывности с lamellipodium (Figure 4). Он состоит из собранного в пучки актина, MyoII, α-actinin и tropomyosin, ассоциированных с фокальными адгезиями (FAs), и обнаруживает низкий ретроградный ток. Ток lamellipodium диктуется в основном оборотом актина, тогда как ток lamellum является результатом контрактильности MyoII, которая тянет актиновые филаменты назад благодаря его прикреплению к дистальным FAs [138, 140, 141, 142 and 143]. Недавно ретроградный ток MyoII был также охарактеризован в lamellipodium [143]. Т.о., обратный ток lamellipodium базируется на контролируемой сборке и разборке F-actin, тогда как обратные токи lamellum и дистальные антероградные токи, продуцируются жидкость-подобным свойством актомиозина и контрактильностью (Figure 4).

Каков механический вклад этих токов в клеточную миграцию? В мигрирующих клетках, слабо прикрепленных к субстрату (таких как кератоциты), конвейер актина достаточен для продвижения [136]. Механизм более сложен для сильно слипчивых клеток, таких как фибробласты. Полимеризация по фронту ведет к продвижению вперед мембраны, тогда как контракции lamellum обнаруживают тенденцию противостоять этому движению. Несмотря на это, lamellipodium необходим только для разведки и не может сам по себе продуцировать основное движение [138]. Успешное перемещение клетки осуществляется только с помощью lamellum, путем комбинации контрактильной активности и прикрепления к субстрату [138, 141, 142, 143 and 144]. В самом деле, определенные типы клеток могут эффективно мигрировать даже без lamellipodia [103].

Ток актомиозина также участвует в глобальной организации фронта клеток. Во-первых, ток актомиозина продуцирует повторное перемещение мономеров актина. Конвергенция антероградного и ретроградного тока в фибробластах д. создавать крупный пул мономерного актина вблизи фронта, это необходимо для непрерывной миграции. Ток актомиозина также участвует в реорганизации актиновых филамент в lamellipodium; одновременный ток актина и MyoII в комбинации с контрактильной активностью ведет к формированию крупных пучков актомиозина [145 and 146]. Эти пучки сливаются в крупные поперечные дуги, пока перемещаются обратно в направлении lamellum [143, 145 and 146]. Т.о., формирование lamellipodium и lamellum является прямым следствием ретроградных токов актомиозина. Место перехода между этими двумя структурами целиком определяется силой прикрепления к субстрату; сильная адгезия будет продуцировать острый и быстрый переход, тогда как низкая адгезия предупреждает образование lamellum [141]. Это может быть объяснено строгой перекрестной регуляцией между напряжением и адгезией: повышенная адгезия вызывает сильное напряжение, которое ускоряет переход к lamellum [141].

Что контролирует полярность и интенсивность этих токов? Поскольку основная часть тока базируется на полимеризации актина, то направленность тока в основном диктуется с помощью дифференциальной скорости полимеризации/деполимеризации актина. Это обеспечивается локальным рекрутированием и активацией факторов полимеризации актина (в основном ARP2/3) по фронту, это контролируется с помощью Rac и Cdc42 и факторов деполимеризации (ADF/cofilin), расположенных в нескольких микрометрах от ведущего края [136]. MyoII также может локально деполимеризовать актин [137]. Поскольку накопление MyoII в lamellum тонко связано с током [143], то это д. предоставлять дополнительный контроль с помощью обратной связи тока актина. Контрактильная активность MyoII также вносит вклад в ток актина путем контроля сил, тянущих назад (rearward-pulling) [138]. Наконец, сила адгезии с субстратом предоставляет ещё один слой контроля [141], возможно посредством косвенного эффекта на контрактильность (сильная адгезии делает возможной развитие высокой контрактильности).

Actomyosin flow and blebbing

Хотя миграция фибробластов и кератоцитов является хорошо охарактеризованным примером клеточной подвижности, клеточная миграция может происходить и без конвейерного движения актина. Это верно для клеток, слабо слипающихся с субстратом или мигрирующих в естественной 3D среде (амебы [147], опухолевые клетки [148], мигрирующие нейтрофилы [105] и мигрирующие примордиальные зародышевые клетки у рыбок данио [149]). При этом фронтальные выпячивания генерируются за счет образования вздутий (blebbing), быстрого и временного сферического роста мембраны, вызванное гидростатическим давлением. Для этого не нужна полимеризация актина, поскольку выпячивание первоначально не связано с актином [150]. Два процесса могут управлять нарушением симметрии и экспансией мембраны. Первое использует нарушения взаимодействий актина с мембраной в ответ на локальное увеличение контрактильности [150 and 151]. Потеря адегезии между актином и мембраной в комбинации с гидростатическим давлением д. раздвигать мембрану и создавать пузырьки, как это наблюдается во время цитокинеза и апоптоза. Второй случай использует ток актомиозина, он наблюдается в фрагментах клеток после деполимеризации [152 and 153]. Образование пузырьков вызывается локальным разрывом pre-stressed актомиозинового кортекса, что сопровождается его оттоком к противоположному месту кортекса. Постепенная локализация актомиозина создает градиент гидростатического давления, это ведет к току цитоплазмы в направлении точки разрыва и к последующему росту пузырька. Разрыв кортекса может быть или спонтанным или вызываться передачей химических сигналов, которые локально ослабляют актомиозиновый кортекс.

Bleb-зависимая миграция хорошо охарактеризована на двух примерах: миграции primordial germ cell (PGC) у рыбок данио и миграции Dictyostelium discoideum. У рыбок данио PGCs поляризованная миграция индуцируется с помощью хемоаттрактанта Sdf1. Sdf1 вызывает образование пузырьков (blebbing) путем усиления притока Ca²⁺, увеличивающего фосфорилирование MyoII с помощью MLCK и возможно разрыв кортекса и/или отсоединение актомиозина от мембраны [149], тем самым приводя к образованию пузырьков. Однако, пузырьков недостаточно, чтобы управлять клеточным движением. Миграция нуждается не только в активации Rac по фронту, что способствует формированию актиновых щеток, но также к активации по фронту RhoA, которая генерирует ток актина в тыл клетки, а также E-cadherin (E-cad)-зависимую адгезию [154]. Ток актомиозина в тыл клетки вместе с E-cad-зависимой межклеточной адгезией, могут генерировать силу тяги, необходимую для движение клетки. Т.о., миграция PGC является ступенчатообразным процессом, использующим подталкивание фронта с помощью гидростатического давления, сопровождаемое стабилизацией посредством адгезии, и и натяжению адгезивных точек посредством Rac-зависимой полимеризации актина и RhoA-зависимый ток актомиозина в тыл клетки. Механический вклад тока актомиозина и адгезии аналогичны процессу, характеризующему lamellum. Bleb-зависимая миграция была также охарактеризована у Dictyostelium [147 and 155]. Образование пузырьков происходит после стимуляции цАМФ. Сосуществуют два способа выпячивания у Dictyostelium: выпячивание пузырька и выпячивание lamellipodium. Баланс между этим двумя способами зависит от осмотических свойств среды и уровня MyoII (высокая осмолярность и/или низкий уровень MyoII ингибируют образование пузырьков и увеличивают образование филоподий/ламеллиподий) [147].

Actomyosin flow during epithelial morphogenesis

Недавно ток был описан у эмбрионов Drosophila во время межклеточных взаимодействий в зародышевом диске [78] (Figure 5). Кроме того, он обогащен 'вертикальными' уменьшенными соединениями, MyoII также расположен в медиальной апикальной плоскости клетки вместе с медиальной актиновой сетью. Этот пул пульсирует и подвергается поляризованному току в направлении уменьшившихся соединений (Figure 5b). Ток актомиозина ответственен за индивидуальные ступени уменьшения соединения, как показывают эксперименты по лазерному устранению. Во время этого анизотропного тока, MyoII также передается в вертикальные соединения. MyoII соединений затем необходим для стабилизации длины соединения. Последовательные циклы уменьшения соединения с помощью тока и стабилизации управляют постоянным ремоделирование соединений.

Figure 5. Cell-cell intercalation and junction remodeling are induced by polarized MyoII flow and stabilization of junction shrinkage. (a) (Top) Schematic view of an early Drosophila embryo during germ band extension. The germ band (orange) elongates by convergent extension (black arrows). A, anterior; P, posterior; D, dorsal; V, ventral. (Middle) Convergent extension is induced by cell-cell intercalation along the dorso-ventral axis. Blue labeled cells will form new contacts with pink labeled cells, whereas the number of junctions shared by yellow cells will be reduced. Green lines symbolize the polarized enrichment of MyoII and the resulting high contractility. (Bottom) Cell-cell intercalation is driven by polarized junction remodeling, including T1 transitions (left) and rosette formation (right). Dorso-ventral (DV) junctions (green) shrink, give rise to four-way vertices (yellow) and resolve irreversibly into a new AP junction (red). Rosette formation is induced by the shrinkage of multiple DV junctions. (b) DV junction shrinkage is induced by polarized MyoII flow. MyoII minifilaments (orange) stand on an apical medial actin mesh. Pulses of MyoII are followed by flow toward DV junctions (black arrows), which contracts the junction (green arrows). MyoII flow feeds the junction pool of MyoII (bottom). The junction accumulation of MyoII stabilizes junction shrinkage. Black springs symbolize increased tension. (d) Potential model of symmetry breaking and MyoII flow initiation. Medial MyoII (orange) is anchored to the cortex through E-cadherin (green). Each anchoring point generates a cortical pulling force (orange dashed lines). E-cad endocytosis events in DV junctions break anchoring points and generate an imbalance of cortical pulling forces (red dashed line), triggering MyoII flow in the opposite direction (red transparent arrow). The high steady-state amount of E-cad and the low rate of endocytosis in AP junctions reduce the probability of unbalanced forces and flow toward AP junctions.

Современные доказательства показывают, что ток и стабилизация MyoII в сокращающихся соединениях оба вносят вклад в поляризованную локализацию MyoII в плоскость соединения [65, 66 and 78]. Это напоминает образование контрактильного кольца во время цитогенеза, которое использует ток и преимущественное накопление MyoII. Было бы интересно узнать, может ли ток актомиозина также реорганизовывать актиновые филаменты в плоскости соединения, как это предполагается во время 3итокинреза и миграции клеток. Это могло бы подтвердить преимущественную стабилизацию MyoII посредством связывания в пучки актина в плоскости соединения.

Во время межклеточных взаимодействий межклеточная слипчивость (посредством E-cad) является важным регулятором полярности тока. В самом деле, отсоединение E-cad комплексов от актомиозиновых сетей с помощью истощения α -catenin рандомизирует направление потока [78]. Эксперименты по лазерному иссечению показали, что хотя ток преимущественно происходит вдоль передне-задней оси, актомиозиновая сеть механически связана во всеми соединениями и ток возникает в результате интеграции пространственных и временных различий в купировании, обусловленном E-cad комплексами (Figure 5c).

Существует возможность, что механический дисбаланс между парами соединений вдоль передне-задней оси (обусловленный низкими уровнями E-cad по сравнению с дорсальными и вентральными соединениями [63] и вызванный эндоцитозом E-cad [67]) нарушает симметрию и вызывает ток (Figure 5c). Высокие уровни E-cad в дорсальных и вентральных соединениях и/или более стабильные уровни между парами соединений вдоль дорсо-вентральной оси могут наоборот стабилизировать актомиозиновую сеть посредством упорной конкурентной борьбы.

Необходимы дальнейшие исследования, чтобы в точности понять механическую связь между межклеточной адгезией и током и влиянием организации, оборота и поперечного связывания актина во время этого процесса.

Итак, четыре примера, описанные выше, подчеркивают общие свойства токов актомиозина. Токи индуцируются или градиентом контрактильности и/или локальным контролем полимеризации/деполимеризации актина, последний предоминирует у мигрирующих фибробластов и кератоцитов. Потоки во всех случаях вызывают ремоделирование и/или скольжение актиновых филамент и, следовательно, жидкость-подобному свойству актомиозина. Как таковая вязкость актомиозина является центральным параметром, которые определяет длину шкалы потока. Токи также оказывают прямое механическое воздействие на деформацию клеток: они создают тянущие силы, необходимые для движения клеток, и увеличивают гидростатическое давление, чтобы надувать пузырьки или сжимать слипчивые соединения. Несмотря на это их механический вклад во время цитокинеза изучен плохо. Потоки являются самоорганизующимися системами, которые быстро реагируют на модификации механического окружения (напр., жесткость субстрата модифицирует организацию lamellum). В самом деле, потоки перемещают актин и MyoII, перестраивая актиновые филаменты (при цитокинезе и в lamellum), и перемещая регуляторы актомиозина (напр., у зигот C. elegans или во время заживления ран). Эти множественные позитивные обратные связи усиливают анизотропию контрактильности и усиливают потоки актомиозина. Как таковые токи могут возникать 'спонтанно' и поддерживать сами себя вследствие события, нарушающего симметрию, и будут постоянно выверяться в соответствии с механикой окружения. События, нарушающие симметрию, могут варьировать и могут индуцироваться или внешними сигналами (напр., хемоаттрактантом), пограничными условиями (напр., динамикой E-cad в зародышевом диске), или в результате спонтанного разрыва (напр., образование пузырьков во время цитокинеза). Необходимы дальнейшие исследования, чтобы понять целиком, почему свойства актомиозиновых сетей необходимы для создания потоков и контроля из интенсивности и направленности.

Temporal dynamics: pulsed contractility

Мы описали регуляцию контрактильности, как устойчивое состояние или непрерывный процесс во время тока. Однако, изображения при высоком пространственном и временном разрешении недавно выявили существование пульсирующей или осциллирующей динамики контракций актомиозина. Пульсы можно видеть в некоторых случаях как центростремительный ток контрактильных единиц (MyoII минифиламент), которые агрегируют в результате контрактильности. Пульсы ставят интересные вопросы относительно сетей актомиозинов. Интересно, что пульсирующая активность актомиозина вызывает ступенчатообразное ремоделирование, которое необходимо фазе деформаций, сопровождаемой фазой стабилизации, феномен, известный как механическое одностороннее движение (ratcheting). Мы впервые представим теоретическую конструкцию и данные in vitro, документирующие осцилляции актомиозиновых сетей. Затем мы опишем примеры осцилляций, особенно во время миграции клеток и эпителиального морфогенеза и обсудим, как деформация связана с фазами стабилизации.

Theoretical description of pulsatile/oscillatory behaviors and in vitro validations

Было предположено, что биологические моторы могут продуцировать осцилляции без воздействия внешних сигналов. В самом деле, движения крыльев насекомых используют такие осцилляторные движения. У некоторых видов (пчелы и осы), эти осцилляции возникают в самих мышцах [156]. Недавно спонтанные осцилляции были описаны в миофибриллах [157 and 158]. Базируясь на этих наблюдениях, разные модели в комбинации с исследованиями in vitro моторного поведения были предприняты, чтобы воспроизвести спонтанные осцилляции. По теоретическим основам спонтанные осцилляции могут возникать в результате коллективной активности моторов, действующих на эластичный материал [159 and 160] (Figure 6a). Осцилляции нуждаются в позитивной обратной связи: инициация движения увеличивает эффективность моторов, тянущих в том же направлении. Это спонтанное нарушает симметрию системы и вызывает направленное движение [159]. Осцилляции также нуждаются в задержанной негативной обратной связи: восстанавливающая сила скачка и скорость снятия нагрузки моторов вызывают нестабильность и обратно направленное движение [160]. В этой модели частота осцилляций (f) варьирует как корень квадратный от жесткости пружины K (f = K^1/2).

Figure 6. Theoretical framework of actomyosin pulsatile activity. (a) Multiple motors pulling on an elastic material can generate oscillatory contractions. (Top) Minimal experimental set-up generating oscillatory behavior (adapted from [161]). An actin filament is bound to a fluorescent bead, which is stabilized through an optical trap. MyoII motors are attached to the slide and pull on the actin filament while the optical trap pulls back on the bead, generating an elastic force fighting against actin movement. (Middle) Theoretical description of the minimal elements required to generate oscillations (based on [160]). Phase 1: directional movement is generated by the positive feedback of filament movement (orange arrows) on the efficiency of motors pulling in the same direction (little black arrows, in opposition to grey arrows representing motors pulling in the opposite direction). The green arrow is the force generated by collective motor motion whereas the black arrow is the elastic restoring force. Phase 2: the elastic restoring force increases due to actin filament sliding (delayed negative feedback). Phase 3: the high load of motors provokes their detachment from actin. The actin filament starts to move backward. The predicted motion of the filament is shown in the graph on the left. (b) Theoretical model generating pulses of MyoII recruitment. MyoII minifilaments are spontaneously recruited in the actin mesh and favor their own recruitment through the reorientation of actin filaments (positive feedback). Contractility gradually increases and generates a centripetal flow of actin. The increase in concentration of MyoII as well as the transport of actin/MyoII regulators by actin flow initiates actin depolymerization and/or MyoII minifilament dissociation (delayed negative feedback). The increased concentration of G-actin drives a new wave of polymerization and MyoII recruitment.

Эта модель была проверена в нескольких экспериментах in vitro. Напр., кинезиновые моторы, натягивающие мембранные трубки, могут генерировать осцилляции при специальных условиях [161]. Осцилляции наблюдались также с MyoII моторами, прикрепленными к стеклу, тянущими актиновые филаменты, связанные с оптической ловушкой [162] (Figure 6a). В этом примере актиновые филаменты и оптическая ловушка вели себя как эластическая пружина, которая противодействует MyoII-индуцированному смещению филамент. Частота и амплитуда осцилляций зависят от жесткости ловушки (более жесткие ловушки ведут к уменьшению амплитуды и увеличению частоты). Эта теоретическая конструкция также успешно объясняет осцилляции in vivo, такие как dynein-зависимые осцилляции ядра во время мейоза у Saccharomyces pombe[163] или осцилляции звезд во время асимметричных делений клеток у C. elegans [164, 165 and 166].

Эти примеры пространственных осцилляций управляются моторами. Однако многие системы также обладают периодическим появлением и исчезновением MyoII (see below). Комбинация позитивных обратных связей и задержанной негативной обратной связи может создавать осцилляции с соотв. тонко настроенными параметрами. Интересно, что MyoII может контролировать оборот актина и управлять деполимеризацией F-actin. In vitro, выше определенного порога контрактильность MyoII может разделять пучки и деполимеризовать актиновые филаменты [167]. Более того, MyoII может модифицировать скорость оборота актина во время цитокинеза [118 and 119], морфогенез ростовых конусов [168] и миграцию кератоцитов [137]. Привлекательная модель осцилляций может использовать этот негативный эффект MyoII на актин. Полимеризация актина д. прогрессивно рекрутировать MyoII (позитивная обратная связь) вплоть до определенного порога, который будет затем вызывать деполимеризацию актина и высвобождение MyoII (задержанная негативная обратная связь). Возрастание G-actin д. затем управлять новой волной полимеризации и рекрутирования MyoII (Figure 6b). Более того, центростремительный ток актина д. транспортировать регуляторы полимеризации актина и/или контрактильности и модулировать осцилляции подобных механизмов обратной связи.

Напротив, пульсация активности MyoII может контролироваться осцилляциями концентраций Ca²⁺, как это наблюдается в волосковых клетках и фибробластах. Неслипчивые фибробласты могут осциллировать в течение нескольких часов. Эти осцилляции нуждаются в активном MyoII и в механочувствительных Ca²⁺ каналах. Спонтанные контракции одной стороны отрезков на противоположной стороне клетки и открытие механочувствительных Ca²⁺ каналов. Это локально активирует MLCK и MyoII, и увеличивается контрактильность кортекса, которая закрывает механочувствительные каналы и стягивает противоположную сторону (замедленная негативная обратная связь) [169 and 170]. Кроме того, быстрые осцилляции Ca²⁺ могут быть индуцированы ингибированием Ca²⁺ каналов вследствие увеличения внутриклеточного Ca²⁺, как в волосковых клетках [171 and 172]. Т.о., комбинация Ca²⁺-зависимой активации контрактильности и чувствительных к натяжению каналов также существенна для генерации осциллирующих контракций.

Pulsatile/oscillatory behavior of actomyosin during cell migration

Медленная миграция клеток (таких фибробласты по слипчивой 2D поверхности) ассоциирована с осцилляциями ведущего края. Перемещение фронта использует фазы выпячиваний, чередующихся с фазами отдергивания [138, 140, 142 and 143]. Выпячивания поддерживаются с помощью полимеризации актина по фронту, за этим следует ретракция, обеспечиваемая за счет контракции MyoII и деполимеризации актина [138, 140, 142, 143 and 144] (Figure 7). В самом деле, суммарное перемещение возможно только путем создания новых FAs во время выпячивания, сдвига фронта полимеризации вперед для следующего цикла [141 and 143]. Т.о., ведущий край ведет себя подобно механическому храповику, при этом новые FAs стабилизируют каждое инкрементное перемещение [143].

Figure 7. Oscillatory behavior of the cell leading edge and ratchet-like movement. The leading edge alternates between phases of protrusion (3-4-1) and retraction (2-3). Phase 1: polymerization of actin generates the pushing force (red arrow) that drives leading-edge progression (grey arrow). At the same time, MyoII is progressively recruited in the mesh concomitantly with new focal adhesion point creation. Phase 2: backward-pulling forces, generated by MyoII and its anchorage to distal focal adhesions, progressively increase (green spring) while the actin polymerization rate decreases. Once the backward-pulling force overtakes the polymerization pushing force, the cell edge starts to retract (grey arrow). Phase 3: retraction is limited by focal adhesions (ratchet-like mechanism). Concomitantly, the high pulling-force breaks the actin mesh-cell-front connection. This could be reinforced by MyoII-induced actin depolymerization. Phase 4: actin mesh-cell-front detachment leaves space for a new wave of actin polymerization. The backward-pulling force is close to zero. (Bottom graph) Progression of the leading edge over time. Displacement is higher during protrusion phases compared to retraction phases, hence allowing net movement of the cell.

Что же генерирует осцилляции? Осцилляции прирожденно связаны с последовательными ступенями токов, описанных выше. Фронт клетки может приспособиться к разным режимам в ответ на модификации контрактильности, динамику актина и адгезию с субстратом [140, 141, 142 and 143]. Два процесса могут арестовать продвижение ведущего края: во-первых, уменьшение полимеризации актина и/или увеличение деполимеризации актина, и, во-вторых, увеличение контрактильной активности, которая противодействует толкающим силам полимеризации актина. В самом деле, увеличение или контрактильности или оборота актина снижает периоды осцилляции, тогда как ингибирование MyoII или низкая слипчивость с субстратом увеличивает период вплоть до генерации непрерывного способа выпячивания [140, 141, 142 and 143]. Эти наблюдения показывают, что контрактильность, которая нуждается в минимальной адгезии, противодействует толкающей силе полимеризации актина. Последующая модель, появилась в результате недавних исследований (Figure 7). Когда новый актин полимеризуется на мембране фронта во время выпячивания, то MyoII постепенно накапливается и непрямо соединяется в дистальными FAs (Figure 7, phase 1 and 2). Это генерирует увеличивающуюся силу, толкающую назад, это инициирует ретракцию ведущего края, как только она превосходит силу толкающей полимеризации (Figure 7, phase 2) и разрывается крепление актомиозина к фронтальной мембране выше критического порога [142] (Figure 7, phase 3). Наступает новая фаза полимеризации актина и выпячивания (Figure 7, phase 4). Частота этих осцилляций закладывается с помощью баланса между полимеризацией актина и контрактильной активностью MyoII [140 and 142]. В самом деле скорость полимеризации/деполимеризации актина будет также изменять частоту коллапса lamellipodium [140, 142, 143 and 144]; гиперактивация Cofilin (фактора, деполимеризующего актин) снижает осцилляционный период [140]. Помимо свой контрактильной активности MyoII может также вносить вклад в осцилляции посредством активности, деполимеризующей актин [137]. Прогрессивное накопление MyoII по фронту д. индуцировать деполимеризацию актина и ретракцию ведущего края выше определенного порога (задержанная негативная обратная связь). Слипчивость с субстратом также влияет на эти осцилляции посредством позитивной обратной связи на MyoII и контрактильность [141]. Т.о., поведение ведущего края может быть объяснено в контексте теоретической схемы, описанной выше: полимеризация актина является мотором перемещения, тогда как MyoII and FAs закладывают восстанавливающую силу для прыжка. Прогрессивное увеличение контрактильности и потенциально MyoII-зависимая деполимеризация актина, генерируют замедленную негативную обратную связь.

Итак, полимеризующие актин толкающие силы, MyoII-зависимые оттягивающие силы, скачкообразное отсоединение актина от ведущего края и деполимеризация актина комбинируются, чтобы сгенерировать осцилляции ведущего края. Это является сопутствующим обстоятельством создания FA, предупреждающего массивное движение в тыл и делающее возможным суммарное перемещение фронта клетки подобно храповику. Интересно, что параметры закладки осцилляций ведущего края являются также ключевыми параметрами, контролирующими ток актомиозина, это предполагает. что оба процесса взаимосвязаны.

Эти осцилляции сопровождаются осцилляторной активностью RhoA/Cdc42/Rac [173], как показывают FRET сенсоры. RhoA активна во время первой фазы выпячивания и подавляется во время фазы ретракции. Короткие пульсы активности Cdc42, сопровождаемые длинными пульсами активности Rac, возникают после первого пика RhoA. Этот паттерн активности RhoGTPase может отражать последовательный способ полимеризации актина. Предполагается, что RhoA необходима для инициации полимеризации актина, тогда как Rac и Cdc42 делают возможным длительную персистенцию выпячивания. Однако циклы GTPase могут быть также причиной и/или следствием динамики actin/MyoII/FA. В самом деле, RhoA/Cdc42/Rac могут регулироваться механически. Rac ингибируется с помощью высокого напряжения [174], а RhoA индуцируется при растягивании и высоком напряжении [175]. Во время выпячивания происходит увеличение контрактильности и слипчивости и это может активировать RhoA и ингибировать Rac. После отсоединения актомиозина от фронта, вызывающая нагрузку, сила снижается и уменьшается активация RhoA (и возрастает Rac). Напротив, PKA (protein kinase A), ингибитор RhoA, участвует в циклической активации RhoA благодаря своей actin- и adhesion-зависимой активности [176]. Более того, RhoGTPases регулируют др. друга (напр., RhoA и Rac являются взаимными ингибиторами [121 and 122]). Следовательно, механотрансдукция и взаимная регуляция д. управлять циклической активностью RhoGTPases. F-actin/MyoII циклы д. быть достаточными, чтобы управлять циклической активностью RhoGTPases, которые должны в конечном итоге обеспечивать обратную связь с динамикой F-actin/MyoII. Эта базирующаяся на биомеханике циклическая активность ведущего края может объяснить адаптируемость клеточной миграции к механике окружения (напр., жесткости субстрата) и модуляции actin/MyoII/adhesion свойств без учета сложных и специфических белковых регуляторных сетей.

Pulsatile/oscillatory behavior of MyoII during epithelial morphogenesis

Растут доказательства пульсовой контрактильности актомиозина при эпителиальном морфогенезе [177]. Первое in vivo описание пульсаций актомиозина описано в не эпителиальных клетках: на стадии одной клетки зигота C. elegans во время кортикального тока актомиозина [4]. В эпителии осцилляции были первоначально описаны во время инвагинации мезодермы у эмбрионов Drosophila [53]. Апикальное накопление MyoII, как известно, необходимо для апикального сужения. У Drosophila, как полагают, контрактильность активируется в клеточных соединениях и управляет сужением подобно стяжному тросу [52], как описано у позвоночных [56, 57, 58 and 59]. Однако недавние наблюдения на мезодерме Drosophila показали, что пульсовые контракции медиальной сети актомиозина управляют апикальным сужением ступенчатообразным образом (Figure 8a,b)[53]. Сужение клетки работает подобно механическому храповику, с чередующимися фазами сужения и стабилизации апикальной поверхности. Сходным образом во время клеточных интеркаляций у эмбрионов Drosophila [78, 178 and 179], пульсы MyoII возникают случайно в апикальной части клетки и управляют временным апикальным сужением клетки [178 and 179]. Однако эти пульсы не стабилизированы и сопровождаются токами MyoII в направлении суживающих соединений [78]. Эти токи активно суживают эти соединения и впоследствии управляют накоплением MyoII в соединениях, предупреждающих от реляксации [78]. Т.о., две пространственно различных популяции актомиозина выполняют две разные цели: одна является деформирующим агентом, тогда как др. стабилизирует ступени возрастающего сужения. Несмотря на значительное сходство в контракции актомиозина во время апикальных сужений в мезодерме и интеркаляции клеток в эктодерме, имеются важные отличия. В мезодерме напряжение накапливается постепенно и ткань отвечает путем buckling (инвагинации). Однако во время интеркаляции тканевой стресс, по-видимому, рассеивается за счет ремоделирования соединений.

Figure 8. Ratchet mechanism and MyoII pulses during apical or basal constriction of epithelial cells. (a) Top view of an epithelial cell undergoing apical constriction. The accumulation of MyoII pulls on actin filaments (centripetal red arrow) and constricts the cell apical surface (black arrows). Contraction is either stabilized (further MyoII pulses lead to an incremental decrease of cell surface) or unstabilized (the cell returns to its initial conformation). (b) Representative plot of MyoII medial intensity (green line) and cell apical area (blue line) as observed during mesoderm invagination. The onset of medial MyoII intensity increase correlates with the onset of area diminution (black dashed lines). Each incremental reduction of area is followed by a stabilization phase, preventing relaxation, resembling a mechanical ratchet. Note that MyoII intensity also incrementally increases after each pulse [53]. (c) Pulses of MyoII and area oscillation without stabilization, as depicted in the basal side of Drosophila follicle cells [185]. Basal area (blue line) oscillates, as does basal MyoII intensity (green line). Here again the onset of MyoII intensity increase correlates with the onset of area decrease (black dashed lines). However, the basal area always relaxes after each MyoII pulse, preventing stable deformation. In comparison to (b), MyoII average intensity remains constant, suggesting a potential stabilizing role for the progressive accumulation of MyoII observed in (b).

Несмотря на это некоторые пульсирующие контракции не используют фазы стабилизации. Во время дорсального закрытия нервной трубки апикальные сужения клеток амниосерозы вносят механический вклад в эпителиальное закрытие [180 and 181]. Эти сужения являются пульсирующими [182] и используют пульсы медиального актина и MyoII [183 and 184]. Отсутствует очевидная фаза стабилизации на клеточном уровне. Однако общая реляксация ткани предупреждается за счет актомиозиновых кабелей, собираемых с помощью амниосерозы, окружающей эпидермальные клетки [182]. Т.о., сужение амниосерозы м. также оперировать как храповик, деформация и стабилизация обеспечиваются двумя разными популяциями клеток. Нестабилизируемые деформации также появляются в яйцевых камерах Drosophila [185]. Здесь, базальная сторона фолликулярных клеток подвергается периодическим поляризованным сужениям, способствующим появлению осцилляций MyoII в поляризованной сети актина. Эти контракции, как полагают, участвуют в элонгации яйцевых камер путем построения динамического корсета, который ограничивает рост яйцевых камер в одном направлении. Однако каждая фаза базальной контракции сопровождается полной релаксацией обратно к исходному состоянию. Интересно, что отсутствует очевидное накопление MyoII после пульсаций в этой системе [185] (Figure 8c), тогда как интенсивность MyoII прогрессивно увеличивается в мезодерме [53] (Figure 8b). Это постепенное увеличение может быть одной из причин стабилизации. Необходимы дальнейшие исследования, чтобы охарактеризовать различные свойства стабилизации в противовес деформирующим сетям актомиозина.

Во всех этих примерах пульсовая активность, по-видимому, является основным источником клеточных деформаций, а их частота и амплитуда может влиять на временные параметры морфогенеза. До некоторой степени эти осцилляции напоминают динамику in vitro актомиозина, наблюдаемую при промежуточных концентрациях MyoII и поперечных сшивателей [106 and 186]. В этих условиях агрегаты MyoII во многих фокусах связаны с актиновыми филаментами. Промежуточного размера фокусы подвергаются циклическим изменениям вида и исчезают благодаря конкуренции с окружающими тянущими фокусам [186]. Сокращение одиночной клетки может сходным образом конкурировать с контрактильной активностью своих соседей благодаря силе трансмиссии с помощью слипчивых соединений [187]. Как таковые, конкурентные сокращения могут быть одним из условий для пульсаций. Недавно осцилляции наблюдали во время цитокинеза, после пертурбаций симметрии полярной контрактильности [188]. Эти осцилляции нуждаются в высокой контрактильности и возможно отражают тенденцию кортекса поддерживать касающуюся актомиозина плотность. Любое отклонение от этой плотности ведет к компенсаторной модификации кортекса. Напр., контракция одной стороны увеличивает плотность кортекса выше этой reference, тогда как экспансия противоположной стороны снижает плотность кортекса ниже этого значения и это ведет к разборке актомиозина на сокращающемся полюсе (задержанная негативная обратная связь). По аналогии, медиальные пульсы в эпителии могут быть следствием высокой контрактильности и конкурентных сокращений между соседними клетками. Любая инициальная асимметрия д. инициировать осцилляции. В этой модели замедленная негативная обратная связь д. обеспечиваться с помощью подержания referential плотности актомиозинового кортекса, хотя это ещё не охарактеризовано биохимически.

Что же регулирует частоты медиальных пульсов MyoII? В яйцевой камере модуляция адгезии внеклеточного матрикса перенастраивает частоту и амплитуду пульсов MyoII (высокая адгезия снижает частоту и увеличивает амплитуду), тогда как гиперактивация RhoA генерирует статичную сеть MyoII [185]. Это также говорит в пользу значительной роли закрепления и натяжения в контроле частот осцилляций. Во время дорсального закрытия белки полярности Par3 и Par6 могут контролировать частоты контракций через продолжительность пульсов и time-lag между ними, соотв. [183]. Передача сигналов Ca²⁺ также может участвовать в контроле этих осцилляций. В самом деле, чувствительные к растяжению Ca²⁺ каналы могут генерировать негативную обратную связь на активацию MyoII и уже описаны как участники осцилляций в клетках [169 and 170]. Однако отсутствуют доказательства, что такие механизмы действуют в эпителии. Контроль таких пульсов, по-видимому, мультифакториальный. Как зависимое от нагрузки отсоединение, которое базируется на адгезии и напряжении, так и деполимеризация актина могут вносить вклад в пульсовую активность. Мультифакториальный контроль пульсов, также как и множественные обратные связи участвуют, делая поведение этих систем non-intuitive. Это предоставляет достаточные доказательства необходимости количественных пертурбаций, связанных с моделированием, чтобы постичь этот феномен полностью.

Итак, пульсовая активность актомиозина, по-видимому, является общим феноменом, который возникает в большинстве систем с участием высокой контрактильности. Во всех этих примерах пульсовая активность интимно связана с жидкость-подобными свойствами и токами актомиозина поскольку одна только пульсовая активность не обеспечивает устойчивого тока. Регуляция этих пульсов является мультифакториальной и базируется на комбинации оборота актина, контрактильности, закреплению в кортексе и организации актиновых сетей. Постоянные изменения формы клеток достигается посредством стабилизации каждой увеличивающейся деформации, которая также базируется на контрактильности актомиозина. Биохимические отличия между деформирующей и стабилизирующей сетями ещё не охарактеризованы. Однако наши знания о регуляции устойчивого состояния актомиозина (see above) уже показали, что относительные количества поперечных сшивателей, MyoII изоформ и MyoII/actin кофакторов могут строить или жидкость-подобные сети (напр., пульсирующие и деформирующие сети) или эластические и жесткие (т.e. стабилизирующие) сети.

Concluding remarks

Self-organization

Actomyosin shows complex dynamic behaviors in many systems, including pulse and/or flow. These processes reveal self-organizing properties of networks of actin filaments and MyoII. For instance, the different actin flows and actomyosin organizations between the lamellipodium and the lamellum in migrating fibroblasts emerge from the tight interplay between contractility, actin turnover, and adhesion to the substrate. Multiple positive feedbacks between tension, flow, actin turnover and anchorage could explain the self-organization properties of actomyosin networks. Among these, MyoII redistribution by flow is probably a central process that enhances the contractility gradient and modifies actin organization (bundling) and the local actin turnover rate. These mechanical interactions are tightly coupled to signaling, which, through mechanotransduction (e.g. tension-dependent activation of RhoGTPases) as well as transport of regulators by flow (e.g. PAR proteins in the C. elegans zygote), can also feed back on actomyosin dynamics. Interestingly, some studies have suggested a positive feedback of tension on MyoII stabilization 65 and 189. Further experiments will be required to validate this model, but it could well participate in the self-organization of the contractile machinery.

Adaptability

Self-organization produces adaptable systems that do not require complex sensing machineries. Because the dynamics of actin and MyoII are directly influenced by the mechanics of the environment, their steady state localization will consequently adjust to any change, and without involving complex genetic networks. This is well documented in cell migration where leading-edge behavior is constantly adjusted to substrate mechanics. Moreover, the adaptability generated by the biomechanical feedbacks could orchestrate tissue morphogenesis through the adjustment of single-cell behavior according to the external stress [187]. Thus, actomyosin adaptability could allow integration of tissue-scale information at the single-cell level. Finally, the amplitude and frequency of actomyosin pulses could determine the timing of morphogenesis. The direct influence of tissue mechanics on these pulses could readjust the timing of morphogenesis in response to subtle mechanical modifications. Defining the parameters that set the timing of pulses is therefore absolutely required to comprehend epithelial morphogenesis fully.

Precision and robustness

All the examples described in this review are characterized by their robustness. For instance, strong impairment of MTs, Rho signaling or actomyosin properties does not necessarily prevent cytokinesis ring formation. The same is true for epithelial morphogenesis or cell migration. What is the basis of such robustness? During cytokinesis, two different processes can lead to ring formation (flow and preferential recruitment of MyoII). The same is true for cell–cell intercalation: both actomyosin flow and preferential stabilization of MyoII (potentially controlled by multiple factors, including ROCK, tension or diaphanous) contribute to its polarized recruitment in a single plane 65, 66, 78 and 96. This redundancy is probably necessary to create robust localization of MyoII.

Moreover, the multiple steps involved in localization of MyoII could drive more precise spatial regulation. For instance, localization of MyoII in shrinking junctions during Drosophila cell–cell intercalation probably requires polarized flow and preferential stabilization. Thus, stable recruitment of MyoII on the ‘wrong’ junction requires two consecutive errors: flow in the ‘wrong’ direction and ectopic stabilization. Assuming that each step has a moderate percentage of error (e.g. 10%), and that they are independent, this reduces the likelihood of finding MyoII in the wrong (dorsal or ventral) junction to 1%. These nested and consecutive spatial biases would effectively achieve mechanical proofreading.

Role of contractile pulses

The general occurrence of MyoII pulsatile activity raises many questions. Such oscillations may be a simple byproduct of interactions among motors, filaments and crosslinkers without any functional role per se. However, it would be interesting to explore the theoretical advantages of pulse contractions compared to continuous deformations. Pulses concentrate energy in a short time-window, therefore producing higher forces than the cell may be able to generate over a longer time-period. Pulses recycle components and may allow greater exploration of subcellular and cellular configurations. The ratchet mechanism will consequently stabilize these randomly explored cell shapes according to tissue or other ‘environmental’ information. Pulses may thus constitute an important mesoscopic mechanical structure that emerges from actomyosin interactions and can be tuned by higher-order (e.g. tissue-level) information.

Precise description of actomyosin dynamics has opened new perspectives in our understanding of contractility regulation, but many open questions remain (Box 1). Multiple feedback mechanisms developed by the contractile machinery generate self-organization properties. Careful quantitative description of actin, myosin and their regulators combined with a theoretical framework deciphering emergent properties of the system will probably provide a very fertile and exciting framework for the future understanding of cell morphogenesis in a variety of contexts.

Box 1. Open questions and future directions

Better characterization of the pathway localizing GEFs and GAPs.

Molecular and biochemical characterization of deforming networks versus stabilizing networks (especially in worms and flies).

Better assessment of the mechanical contribution of flow versus preferential recruitment of MyoII in the context of cytokinesis and epithelial morphogenesis.

In vivo assessment of the role of actin crosslinkers as well as their turnover in the context of flows and pulsatile activity.

Coupling between adhesion and actomyosin pulses and flow in a multicellular context.

Biochemical regulation of the amplitude and frequency of actomyosin pulses.

Coupling between actomyosin dynamics and biochemical regulators of actin and MyoII (biomechanical feedback).

Biomechanical regulation of contractility: spatial control and dynamics Romain Levayer, Thomas Lecuit j.tcb. Volume 22, Issue 2, February 2012, Pages 61–81 http://dx.doi.org/10.1016/j.tcb.2011.10.001

Biomechanical regulation of contractility: spatial control and dynamics
Romain Levayer, Thomas Lecuit
j.tcb. Volume 22, Issue 2, February 2012, Pages 61–81 http://dx.doi.org/10.1016/j.tcb.2011.10.001